Aktivitas bakteri pengoksidasi amonium isolat ASR1 dan ASR2 asal tambak udang pada sumber karbon dan salinitas yang berbeda

AKTIVITAS BAKTERI PENGOKSIDASI AMONIUM
ISOLAT ASR1 DAN ASR2 ASAL TAMBAK UDANG
PADA SUMBER KARBON DAN SALINITAS YANG BERBEDA

Oleh :
TIKA TRESNAWATI
G34102061

DEPARTEMEN BIOLOGI
FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
BOGOR
2006

AKTIVITAS BAKTERI PENGOKSIDASI AMONIUM
ISOLAT ASR1 DAN ASR2 ASAL TAMBAK UDANG
PADA SUMBER KARBON DAN SALINITAS YANG BERBEDA

Skripsi
Sebagai Salah Satu Syarat untuk Memperoleh Gelar Sarjana Sains
Pada Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam

Institut Pertanian Bogor

Oleh :
TIKA TRESNAWATI
G34102061

DEPARTEMEN BIOLOGI
FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
BOGOR
2006

ABSTRAK
TIKA TRESNAWATI. Aktivitas Bakteri Pengoksidasi Amonium ASR1 dan ASR2 Asal Tambak
Udang Pada Sumber Karbon dan Salinitas yang Berbeda. Dibimbing oleh IMAN RUSMANA
dan TRI WIDIYANTO.
Proses oksidasi amonium atau nitrifikasi merupakan salah satu proses yang dapat
digunakan dalam usaha perbaikan kualitas air tambak udang melalui pendekatan biokondisioner.
Proses ini dapat dilakukan pada kondisi autotrof dan heterotrof. Kedua kondisi tersebut dibedakan
berdasarkan substrat yang digunakan oleh bakteri sebagai sumber karbonnya. Habitat estuaria

seperti tambak udang memiliki kondisi salinitas yang berfluktuasi, hal ini membuat aktivitas
bakteri nitrifikasi dipengaruhi oleh tingkat salinitas.
Hasil pengamatan menunjukkan bahwa isolat ASR1 dan ASR2 dapat mengoksidasi
amonium pada kondisi autotrof dengan karbonat sebagai sumber karbon dan pada kondisi
heterotrof dengan glukosa, gliserol, asetat dan suksinat sebagai sumber karbon. Penurunan
konsentrasi amonium yang terjadi disebabkan oleh penggunaan hasil senyawa oksidasi amonium
sebagai sumber nitrogen dan sumber energi. Isolat ASR1 menunjukkan bahwa aktivitas oksidasi
tertinggi adalah pada media dengan gliserol sebagai sumber karbon dengan persentase amonium
yang dioksidasinya sebesar 83 %. Isolat ASR 2 menunjukkan bahwa aktivitas oksidasi amonium
tertinggi adalah pada media dengan suksinat sebagai sumber karbon dengan persentase amonium
yang dioksidasinya sebesar 98 %. Hasil pengamatan pada uji selanjutnya yaitu uji optimasi
salinitas dengan salinitas 0, 5, 10, 15 dan 20 ppt yang menggunakan isolat ASR2 dengan suksinat
sebagai sumber karbon memperlihatkan bahwa tingkat salinitas sebesar 20 ppt adalah yang
tertinggi dalam tingkat salinitas uji untuk proses oksidasi amonium.
ABSTRACT
TIKA TRESNAWATI. Ammonium Oxidize Activity of ASR1 and ASR2 Bacterial Isolated From
Shrimp Pond on Different Carbon Sources and Range of Salinity. Supervised by IMAN
RUSMANA and TRI WIDIYANTO.
Nitrification process can be used as bioconditioning process in shrimp pond to improve
water quality. Nitrification or ammonium oxidation is generally conducted by autotrophic and

heterotrophic bacteria. Both of the process can be determinated from type of carbon sources used
as a substrate. In estuary ecosystem such as shrimp ponds, salinity can be fluctuated, so that it can
influence the nitrification process.
This result shows that ASR1 and ASR2 isolates were able to oxidize ammonium
autotrophically with carbonate as carbon source and heterotrophically with glucose, glycerol,
acetate, succinate as carbon sources. Ammonium concentration was decreased up to seven days
of incubation in all carbon source treatments. The declining of ammonium concentration was due
to the utilization of ammonium as nirogen and energy source through nitrification process. The
highest nitrification activity of ASR1 isolate was found in the medium using glycerol as carbon
source with the percentage of oxidated ammonium up to 83 %. And the highest nitrification
activity of ASR2 isolate was found in the medium using glycerol as carbon source with the
percentage of oxidated ammonium up to 98 %. The highest nitrification activity of ASR2 using
succinate as carbon source in range salinity 0, 5, 10, 15, 20 ppt was found in 20 ppt.

Judul Skripsi : Aktivitas Bakteri Pengoksidasi Amonium Isolat ASR1 dan ASR2 Asal
Tambak Udang pada Sumber Karbon dan Salinitas yang Berbeda
Nama

: Tika Tresnawati

NIM

: G34102061

Menyetujui :

Pembimbing I,

Pembimbing II,

Dr. Ir. Iman Rusmana, Msi.

Dr. Tri Widiyanto, Msi.

NIP 131956713

NIP 320005966

Mengetahui :

Dekan Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam
Institut Pertanian Bogor

Prof. Dr. Ir. Yonny Koesmaryono, MS.
NIP 131473999

Tanggal Lulus :

RIWAYAT HIDUP
Penulis dilahirkan di Bandung pada tanggal 01 Nopember 1984 sebagai anak pertama dari dua
bersaudara, dengan ayah Suparman dan ibu Heni Suyeni.
Pada tahun 2002 penulis lulus dari SMU Negeri 3 Bogor dan pada tahun yang sama diterima di
Departemen Biologi, Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam (FMIPA), Institut Pertanian Bogor
(IPB) melalui jalur Seleksi Penerimaan Mahasiswa Baru (SPMB).
Selama mengikuti perkuliahan di Departemen Biologi FMIPA IPB, penulis aktif menjadi asisten
praktikum mata kuliah Biologi Dasar pada tahun ajaran 2005/2006, asisten praktikum mata kuliah Fisiologi
Tumbuhan pada tahun ajaran 2005/2006, asisten praktikum mata kuliah Mikrobiologi Dasar pada tahun
2006/2007 dan asisten praktikum Ilmu Lingkungan pada tahun ajaran 2006/2007.
Pada bulan Juli-Agustus 2004 penulis melaksanakan praktik magang di Laboratorium Kultur
Jaringan Tanaman (BrMC), Biotrop, Tajur. Pada bulan Juni-Juli 2005 penulis melaksanakan Praktik

Lapangan di PT Unitex, dengan topik Manajemen Perusahaan, Manajemen Produksi dan Sistem
Pengolahan Limbah PT Unitex, Tbk.
Penulis juga pernah mengikuti Program Kreativitas Mahasiswa (PKM) yang diadakan di Malang
pada bulan Juli 2006 sebagai Penyaji Tingkat Nasional dan memenangkan medali setara emas bidang
presentasi dengan judul karya tulis Isolasi Bakteri Amilolitik Toleran pH 9 Asal Tanah dari Taman Wisata
Alam Situ Gunung, Sukabumi.

PRAKATA
Segala puji dan syukur penulis panjatkan kepada Allah SWT karena atas rahmat dan karuniaNya
sehingga karya ilmiah ini dapat diselesaikan. Karya ilmiah ini disusun berdasarkan hasil penelitian dari
bulan Januari 2006 sampai Juni 2006 dengan judul Aktivitas Bakteri Pengoksidasi Amonium Isolat
ASR1 dan ASR2 Asal Tambak Udang Pada Sumber Karbon dan Salinitas yang Berbeda.
Penulis mengucapkan terima kasih kepada semua pihak yang telah membantu penyusunan karya
ilmiah ini, terutama kepada Dr. Ir. Iman Rusmana, Msi. dan Dr. Tri Widiyanto, Msi. selaku pembimbing
selama penulis melakukan penelitian dan penyusunan karya ilmiah serta kepada Dr. Ir. Ence Darmo Jaya
S.,Msi yang telah banyak memberi saran dan petunjuknya. Selain itu penulis mengucapkan terima kasih
kepada seluruh pegawai Laboratorium Mikrobiologi, Departemen Biologi, FMIPA, IPB yaitu Mba Heni,
Bu Kokoy, Pak Endang, dan Pak Jaka atas kerjasamanya selama penelitian.
Ungkapan terima kasih untuk sahabat-sahabat Biologi 39 atas kebersamaannya. Terima kasih yang
tak terhingga kepada mama, bapak, Citra serta keluarga besar Harjo Pawiro dan Sunarya atas segala doa,

dukungan serta kasih sayangnya, juga pada Riza Firmansyah untuk perhatian yang diberikan selama masamasa sulit hingga hari ini.
Semoga karya ilmiah ini bermanfaat dan menambah wawasan bagi setiap pembacanya.
Bogor, November 2006

Tika Tresnawati

DAFTAR ISI

Halaman
DAFTAR TABEL .......................................................................................................vii
DAFTAR GAMBAR ..................................................................................................vii
DAFTAR LAMPIRAN ...............................................................................................vii
PENDAHULUAN
Latar Belakang .............................................................................................. 1
Tujuan Penelitian............................................................................................... 1
Waktu dan Tempat Penelitian ...................................................................... 1
BAHAN DAN METODE
Bahan ..........................................................................................................
1
Metode .......................................................................................................

1
Penyiapan kultur induk ............................................................................... 1
Uji Pengaruh Modifikasi Sumber Karbon Terhadap Aktivitas Oksidasi
Amonium........................................................................................................
2
Uji Pengaruh Salinitas Terhadap Aktivitas Oksidasi Amonium .................
2
Analisis Kadar Amonium ...........................................................................
2
Analisis Kadar Nitrit .................................................................................... 2
Analisis Kadar Nitrat .................................................................................... 2
HASIL DAN PEMBAHASAN
Pemurnian dan Peremajaan Isolat ................................................................. 2
Uji Pengaruh Modifikasi Sumber Karbon Terhadap Aktivitas Oksidasi
Amonium........................................................................................................
2
Uji Pengaruh Salinitas Terhadap Aktivitas Oksidasi Amonium .................
5
SIMPULAN ............................................................................................................
6

SARAN ...................................................................................................................
6
DAFTAR PUSTAKA .............................................................................................. 7
LAMPIRAN .............................................................................................................
9

DAFTAR TABEL
Halaman
1 Oksidasi amonium dengan menghasilkan nitrit, nitrat dan gas N20 oleh isolat ASR 1
setelah inkubasi selama tujuh hari pada sumber C berbeda .............................................4
2 Oksidasi amonium dengan menghasilkan nitrit, nitrat dan gas N20 oleh isolat ASR 2
setelah inkubasi selama tujuh hari sumber C berbeda .....................................................4
3 Oksidasi amonium dengan menghasilkan nitrit, nitrat dan gas N20 oleh isolat ASR 2
setelah inkubasi selama tujuh hari pada tingkat salinitas berbeda dengan suksinat
sebagai sumber C .............................................................................................................6
DAFTAR GAMBAR
Halaman
1 Pertumbuhan isolat ASR 1 selama tujuh hari inkubasi pada sumber karbon yang
berbeda..............................................................................................................................3
2 Pertumbuhan isolat ASR 2 selama tujuh hari inkubasi pada sumber karbon yang

berbeda..............................................................................................................................3
3 Penurunan kadar senyawa NH4+ oleh isolat ASR 1 pada sumber karbon yang
berbeda..............................................................................................................................3
4 Penurunan kadar senyawa NH4+ oleh isolat ASR 2 pada sumber karbon yang
berbeda.................................................................................................................................4
5 Pertumbuhan isolat ASR 2 selama tujuh hari inkubasi pada media suksinat dengan
tingkat salinitas yang berbeda ..........................................................................................5
6 Penurunan kadar senyawa NH4+ oleh isolat ASR 2 media suksinat dengan tingkat
salinitas yang berbeda ......................................................................................................5
DAFTAR LAMPIRAN
Halaman
1 a Konsentrasi senyawa amonium pada media kontrol pengujian aktivitas amonium
pada isolat ASR 1 ........................................................................................................9
b Konsentrasi senyawa amonium pada media kontrol pengujian aktivitas amonium
pada isolat ASR 2 ........................................................................................................9
c Konsentrasi senyawa amonium pada media kontrol pengujian aktivitas amonium
isolat ASR 2 dengan suksinat sebagai sumber karbon pada tingkat salinitas
berbeda...........................................................................................................................10
2 Cara perhitungan persentase produk samping (berupa gas N2O atau senyawa nitrogen
untuk proses asimilasi sel)..............................................................................................11

PENDAHULUAN
Latar Belakang
Kegagalan dalam budidaya udang sering
disebabkan oleh turunnya kualitas air dan tanah
tambak selama pemeliharaan (Mustafa et al
2001). Penumpukan bahan organik hasil
degradasi sisa pakan secara anaerob dan
ekskresi udang akan meningkatkan produksi
senyawa yang beracun bagi udang antara lain
amonium dan nitrit, sehingga laju pertumbuhan
udang rendah (Miyamoto et al 1983).
Penumpukan bahan organik juga dapat
mengurangi wilayah layak huni bagi kehidupan
udang dan mempengaruhi efisiensi oksigenasi
dalam air media (Adiwidjaya et al 2001). Cara
untuk mengatasi kondisi tersebut adalah
melalui pendekatan ekofisiologi dengan
didukung oleh teknologi untuk mencapai suatu
tingkat produksi udang yang maksimal.
Salah satu metode bioremediasi untuk
memperbaiki kualitas air dan tanah tambak
adalah
dengan
menggunakan
agen
biokondisioner, yang dapat mengkondisikan
senyawa kimia yang bersifat toksik menjadi
bentuk lain yang tidak toksik dengan
menggunakan
aktivitas
mikroorganisme
(Sugama 2002). Bioremediasi senyawa nitrogen
yang tidak diinginkan dalam perairan tambak
seperti amonium dan nitrit dapat menggunakan
bantuan aktivitas bakteri-bakteri pengoksidasi
amonium atau disebut juga bakteri nitrifikasi
(Rusmana 2003a).
Nitrifikasi merupakan proses oksidasi
biologi yang mengubah amonium menjadi
nitrat, yang terjadi melalui dua tahapan reaksi
(Laanbroek et al 1994 ). Pada tahap pertama
proses tersebut terjadi oksidasi amonium
(NH4+) dari bentuk yang tereduksi sehingga
menghasilkan senyawa antara yang lebih
teroksidasi yaitu nitrit (NO2-) dan selanjutnya
mengubah nitrit menjadi nitrat (NO3-) (Madigan
et al 2003). Bakteri yang berperan pada proses
nitrifikasi pada umumnya adalah bakteri genus
Nitrosomonas dan Nitrobacter. Bakteri ini
mendapatkan energi untuk penyusunan,
pengaturan sel dan pertumbuhannya dari
oksidasi senyawa nitrogen terutama amonium
(Imamudin 1999).
Proses oksidasi amonium dilakukan
oleh bakteri secara autotrof dan heterotrof
(Atlas & Bartha 1998). Perbedaan kedua
kondisi ini adalah pada substrat yang digunakan
oleh bakteri sebagai sumber karbon. Bakteri
nitrifikasi kemoautotrof dapat menggunakan
CO2 atau karbonat sebagai sumber karbon.
Nitrifikasi heterotrof dapat menggunakan
senyawa asetat sebagai sumber karbon seperti
yang terjadi pada Nitrobacter dalam kondisi
kemoorganotrof (Madigan et al 2003).
Lingkungan dasar tambak yang bersifat anaerob
menghasilkan senyawa asetat dan suksinat dari

proses fermentasi, yang selanjutnya senyawa
asetat dan suksinat dapat digunakan sebagai
sumber karbon untuk bakteri nitrifikasi
heterotrof. Selain senyawa tersebut, sumber
karbon yang dapat digunakan oleh bakteri
nitrifikasi heterotrof adalah format, gliserol dan
glukosa (Atlas & Bartha 1998).
Faktor yang mempengaruhi proses
nitrifikasi selain sumber karbon adalah
konsentrasi NH4+, NO2-, oksigen terlarut,
kelembaban, temperatur, derajat keasaman,
senyawa penghambat, dan salinitas (Blackburn
& Sorensen 1985). Lingkungan perairan
tambak merupakan habitat estuaria, memiliki
kondisi salinitas yang berfluktuasi sehingga
aktivitas bakteri nitrifikasi dipengaruhi oleh
tingkat salinitas (Somville 1983).
Tujuan Penelitian
Penelitian
ini
bertujuan
untuk
mengetahui
pengaruh modifikasi sumber
karbon dan perbedaan tingkat salinitas terhadap
aktivitas optimum oksidasi amonium pada
isolat terseleksi, yang diharapkan dapat
digunakan sebagai dasar ilmiah dalam
pembuatan kultur mikrob yang aplikatif dalam
perbaikan kualitas air tambak.
Waktu dan Tempat Penelitian
Penelitian dilaksanakan mulai bulan
Januari 2006 sampai dengan Juni 2006 di
Laboratorium
Mikrobiologi,
Departemen
Biologi FMIPA IPB, Bogor.
BAHAN DAN METODE
Bahan
Bahan yang digunakan adalah bakteri
nitrifikasi asal tambak udang isolat ASR 1 dan
ASR 2 koleksi Laboratorium Mikrobiota Pusat
Penelitian Limnologi LIPI, Cibinong, Bogor.
Metode
Penyiapan kultur induk
Media cair nitrifikasi yang digunakan
memiliki komposisi (g/l) sebagai berikut
Na2HPO4 11.02 g, NaH2PO4 0.7 g,
MgCl2.6H2O 0.1 g, FeCl3.6H2O 0.014 g,
CaCl2.2H2O 0.18 g, NH4 Cl 0.1 g, EDTA 0.2
g, dan 1 l akuades dengan tingkat salinitas
sebesar 2 % dan pH 7. Media padat nitrifikasi
dibuat dengan menambahkan 18 g/l agar.
Langkah awal pembuatan kultur induk adalah
dengan pemurnian dan peremajaan isolat.
Pemurnian isolat dilakukan dengan mengambil
satu lup isolat dari media pengkayaan kemudian
digores secara kuadran pada media nitrifikasi
padat yang selanjutnya diinkubasi pada suhu
ruang (28-31˚C) selama 3 hari. Kultur induk
dapat dibuat dengan mengambil satu lup isolat,
dan diinokulasikan kedalam erlenmeyer yang
berisi 50 ml media cair dengan konsentrasi

amonium ± 5000 µM. Kultur diinkubasi di atas
inkubator berpenggoyang dengan kecepatan
110 rpm pada suhu ruang (28-31˚C) selama 3
hari.
Uji Pengaruh Modifikasi Sumber Karbon
Terhadap Aktivitas Oksidasi Amonium
Sebanyak
2
ml
kultur
induk
ditumbuhkan pada 50 ml media nitrifikasi
dengan modifikasi sumber karbon yaitu
karbonat, glukosa, asetat, suksinat dan gliserol.
Konsentrasi amonium media ± 5000 µM,
kemudian diinkubasi selama tujuh hari diatas
inkubator berpenggoyang dengan kecepatan
110 rpm pada suhu ruang (28-31˚C). Masingmasing perlakuan dilakukan sebanyak 3 kali
ulangan. Kontrol masing-masing perlakuan
merupakan media dengan perlakuan sumber
karbon namun tidak diinokulasikan isolat
bakteri kedalamnya.
Pengukuran pertumbuhan sel dan
aktivitas oksidasi amonium dilakukan pada hari
ke-0, 2, 3, 5, 7. Pengukuran pertumbuhan sel
dilakukan melalui analisa kerapatan optik (OD)
menggunakan spektrofotometer pada panjang
gelombang 550 nm. Pengukuran aktivitas
oksidasi amonium dilakukan melalui analisis
kadar amonium, nitrit dan nitrat pada medium
(Greenberg et al 1992). Sebanyak 10 ml kultur
isolat diendapkan dengan menggunakan
sentrifuge Heraus Labofuge 200 pada
kecepatan 4500 rpm selama 15 menit.
Selanjutnya filtrat di analisis kadar amonium,
nitrit dan nitratnya.
Jumlah amonium yang dioksidasi dari
media diperoleh dengan menghitung selisih
kadar amonium awal dengan kadar amonium
saat analisis. Setelah didapatkan isolat terbaik
dengan sumber karbon terbaik, dilakukan tahap
selanjutnya yaitu pengaruh perlakuan salinitas
terhadap aktivitas oksidasi amonium.
Uji Pengaruh Tingkat Salinitas Terhadap
Aktivitas Oksidasi Amonium
Sebanyak 2 ml kultur induk isolat
terbaik yaitu ASR2 ditumbuhkan pada 50 ml
media dengan suksinat sebagai sumber karbon.
Tingkat salinitas yang digunakan adalah 0, 5,
10, 15, 20 ppt. Pembuatan kadar salinitas
dilakukan dengan melarutkan sebanyak 20
gram NaCl dalam 1000 ml, sebagai contoh
untuk 20 ppt. Pengukuran pertumbuhan sel dan
aktivitas oksidasi amonium dilakukan seperti
langkah pada perlakuan sumber karbon.
Analisis Kadar Amonium
Uji kadar amonium dilakukan dengan
cara diambil sebanyak 5 ml filtrat hasil
pengendapan ditambah dengan 0.2 ml fenol
alkohol, kemudian dikocok dan didiamkan
selama 1 menit. Setelah itu, ditambahkan 0.2 ml
Nitroprusid dan dikocok kembali, lalu
ditambahkan 0.5 ml campuran hipoklorit dan

asam sitrat (1:4), kemudian didiamkan selama 1
jam dan diukur OD pada panjang gelombang
640 nm (Greenberg et al 1992). Nilai absorban
yang diperoleh dikonversi menggunakan
standar hingga diperoleh satuan dalam
konsentrasi (µM). Jumlah amonium yang
dioksidasi dari media diperoleh dari
mengurangi kadar amonium awal dengan kadar
amonium saat analisis.
Analisis Kadar Nitrit
Uji kadar nitrit dilakukan dengan cara
diambil sebanyak 5 ml filtrat hasil pengendapan
dengan 0.1 ml sulfanilamid, kemudian dikocok
dan didiamkan selama 2-8 menit. Setelah itu,
ditambahkan 0.1 ml NED (Naftalen Etilen
Diamin), di kocok kembali , kemudian
didiamkan selama 0.5 jam dan diukur OD pada
panjang gelombang 540 nm (Greenberg et al
1992).
Analisis Kadar Nitrat
Uji kadar nitrat dilakukan dengan cara
diambil sebanyak 2 ml filtrat hasil pengendapan
ditambah dengan 0.2 ml brusin, kemudian
dikocok. Setelah itu, ditambahkan 4 ml asam
sulfat pekat lalu didiamkan selama 0.5 jam dan
diukur OD pada panjang gelombang 420 nm
(Greenberg et al 1992).
HASIL DAN PEMBAHASAN
Pemurnian dan Peremajaan Isolat
Isolat ASR 1 dan ASR 2 ditumbuhkan
pada media nitrifikasi autotrof dengan waktu
inkubasi selama satu minggu. Ciri morfologi
dari isolat ASR 1 adalah bentuk koloni bulat,
gram negatif, elevasi cembung dan berwarna
kuning keputihan, sedangkan isolat ASR 2
memiliki bentuk koloni bulat, gram positif,
elevasi timbul dan berwarna kuning tua
(Widiyanto 2006). Isolat merupakan hasil
isolasi dari tambak udang tradisional di Serang,
Banten.
Uji Pengaruh Modifikasi Sumber Karbon
Terhadap Aktivitas Oksidasi Amonium
Pola pertumbuhan isolat nitrifikasi
ASR1 dengan sumber karbon yang berbeda
dapat dilihat pada Gambar 1. Umumnya
pertambahan jumlah sel pada setiap perlakuan
lebih banyak bila dibandingkan dengan kontrol
(Lampiran 1). Kontrol juga dapat dijadikan
sebagai indikator terjadi atau tidaknya
kontaminasi terhadap media yang digunakan.
Pertumbuhan ASR1 dengan media karbonat
sebagai sumber karbon menunjukkan OD sel
paling rendah jika dibandingkan dengan
pertumbuhan pada media yang menggunakan
sumber karbon yang lain.
William et al (1998) menyatakan bahwa
media karbonat merupakan media nitrifikasi

autotrof yang membuat pertumbuhan bakteri ini
lambat dan perbanyakan selnya rendah. Bakteri
nitrifikasi
kemoautotrof
hidup
dalam
lingkungan aerob yang menggunakan CO2 atau
karbonat sebagai sumber karbon dan
memperoleh energi dari proses oksidasi
amonium menjadi nitrit atau proses oksidasi
nitrit menjadi nitrat.
0.09
0.08

O D Sel (550 nm)

0.07
0.06
0.05
0.04
0.03
0.02
0.01
0
-0.01 0

2

4

6

8

Hari keKarbonat

Asetat

Suksinat

Glukosa

Gliserol

Gambar 1 Pertumbuhan isolat ASR1 selama 7 hari
inkubasi pada sumber karbon yang berbeda

A m o n iu m ( µ M )

Media nitrifikasi heterotrof dengan
sumber karbon selain karbonat menghasilkan
pertumbuhan sel yang lebih tinggi daripada
pertumbuhan sel pada media nitrifikasi autotrof
(Gambar 1). Pertumbuhan sel pada media
heterotrof yang paling tinggi adalah pada media
glukosa sebagai sumber karbon. Glukosa
merupakan sumber karbon berenergi tinggi
untuk pertumbuhan isolat ASR1 karena
oksidasi satu molekul glukosa dengan oksigen
sebagai akseptor elektron dapat menghasilkan
38 ATP (Prescott et al 2000). Perolehan energi
tersebut paling besar dibandingkan oksidasi
satu molekul gliserol, suksinat, dan asetat untuk
pertumbuhan sel bakteri.
Pola pertumbuhan ASR2 dengan
sumber karbon berbeda membentuk grafik yang
hampir sama dengan ASR1 (Gambar 2).

7000
6000
5000
4000
3000
2000
1000
0
0

2

4

6

8

Hari keKarbonat

Asetat

Suksinat

Glukosa

Gliserol

Gambar 3 Penurunan kadar senyawa NH4+ oleh isolat
ASR1 pada sumber karbon yang berbeda

0.12

O D Se l (5 50 n m )

Pertumbuhan
sel
paling
rendah
ditunjukkan pada media karbonat sebagai
sumber
karbon
yaitu
dengan
media
pertumbuhan kondisi autotrof sedangkan yang
tertinggi adalah pada media glukosa sebagai
sumber karbon pada kondisi heterotrof.
Pertumbuhan ASR1 dan ASR2 pada media
heterotrof, khususnya media glukosa, sekitar
24-48 jam pada media nitrifikasi padat dan 4872 jam pada media nitrifikasi cair, sedangkan
untuk media autotrof dengan sumber karbon
karbonat membutuhkan waktu lebih lama, yaitu
sekitar 3 hari pada media nitrifikasi padat, dan
7 hari pada media nitrifikasi cair (Purnamasari
2004).
Isolat ASR1 mampu tumbuh dan
melakukan aktivitas oksidasi amonium pada
media modifikasi sumber karbon dengan
kondisi autotrof maupun heterotrof. Hal ini
ditunjukkan oleh penurunan konsentrasi
amonium, dimana senyawa amonium dioksidasi
menjadi senyawa N-nitrit dan selanjutnya
menjadi N-nitrat. Gambar 3 memperlihatkan
bahwa aktivitas oksidasi amonium terbaik
adalah pada media gliserol dengan persentase
amonium yang dioksidasi sebesar 83 %, dan
diikuti oleh media glukosa sedangkan yang
terendah adalah pada media karbonat sebagai
sumber
karbon.

0.1
0.08
0.06
0.04
0.02
0
0
Karbonat

2

4
Hari keAsetat

8

6

Suksinat

Glukosa

Gambar 2 Pertumbuhan isolat ASR2 selama 7
hari pada sumber karbon yang berbeda

Oksidasi molekul gliserol menghasilkan
piruvat. Untuk mendapatkan energi, bakteri
dapat menggunakan piruvat sebagai donor
elektron dan nitrit sebagai penerima elektron
(Rusmana 2003b). Nitrit didapatkan dari proses
oksidasi amonium sebagai senyawa antara atau
senyawa
intermediet
yang
selanjutnya
dioksidasi menjadi nitrat, sehingga proses
oksidasi amonium dibutuhkan oleh bakteri
dengan sumber karbon gliserol dalam
mendapatkan energi.
Persentase nitrat yang diakumulasi oleh
ASR1 pada media gliserol setelah inkubasi
selama tujuh hari paling rendah jika
dibandingkan dengan nitrat hasil akumulasi

Tabel 1 Oksidasi Amonium dengan menghasilkan nitrit, nitrat dan gas N2O oleh isolat ASR 1 setelah inkubasi selama 7 hari pada
sumber C berbeda

Sumber
C dalam
Medium

Amonium
Awal (µM)

Karbonat
Asetat
Suksinat
Glukosa
Gliserol

NO2- yang
diakumulasi

NH4 yang dioksidasi

NO3- yang
diakumulasi

Produk samping
( gas N2O/N untuk
asimilasi sel)
µM
%

µM

%

µM

%

µM

%

5164,79

2633,36

50,98

2,65

0,10

89,18

3,38

2541,53

96,51

4714,57
4289,84
5513,08
5954,80

2667,34
2217,12
3746,17
4943,93

56,57
51,68
67,95
83,02

0,0028
2,78
3,02
2,81

0,0001
0,12
0,08
0,05

72,16
84,31
123,78
51,00

2,70
3,80
3,30
1,03

2595,17
2130,02
3619,37
4890,11

97,29
96,07
96,61
98,91

Tabel 2 Oksidasi Amonium dengan menghasilkan nitrit, nitrat dan gas N2O oleh isolat ASR 2 setelah inkubasi selama 7 hari pada
sumber C berbeda

Sumber C
dalam
Medium

Amonium
Awal (µM)

NH4 yang dioksidasi

NO2- yang diakumulasi

NO3- yang diakumulasi

Produk samping
( gas N2O/N untuk
asimilasi sel)

µM

%

µM

%

µM

%

µM

%

67,30

2,04

3223,65

97,89

Karbonat

4793,07

3292,83

68,69

1,87

0,056

Asetat

5300,25

4455,99

84,07

2,12

0,047

90,46

2,03

4363,40

97,92

Suksinat

4818,55

4765,86

98,90

0,70

0,014

132,07

2,77

4633,08

97,21

Glukosa

5100,56

4729,61

92,72

1,19

0,025

93,90

1,98

4634,51

97,98

Gliserol

5107,37

4619,99

90,45

1,01

0,021

92,61

2,00

4526,36

97,97

sumber karbon lain (Tabel 1). Bakteri
pengoksidasi amonium yang menggunakan
nitrit sebagai penerima elektron terakhir,
menghasilkan gas N2O dan gas NO sehingga
tidak terbentuk nitrat (Hagopian & Riley 1998).
Isolat ASR2 memiliki aktivitas oksidasi
amonium paling tinggi pada media suksinat.
Potensial redoks suksinat yang rendah
menyebabkan
bakteri
kesulitan
untuk
mendapatkan energi sehingga pertumbuhan
selnya lebih rendah dibandingkan pada media
heterotrof lain (White 2000). Bakteri yang sulit
mendapatkan energi dari oksidasi suksinat
menjadikan oksidasi amonium sebagai proses
utama untuk pertumbuhan bakteri, hal ini
menyebabkan tingginya kadar amonium yang
dioksidasi. Seperti yang ditunjukkan pada
gambar 4, kadar amonium yang terdapat dalam
media suksinat pada hari ke 7 hampir
mendekati 0.
6000
A m o n iu m ( µ M )

5000
4000
3000
2000
1000
0
0

2

4

6

8

Hari ke-

Karbonat

Asetat

Suksinat

Glukosa

Gliserol

Gambar 4 Penurunan kadar senyawa NH4+ oleh
isolat ASR2 pada sumber karbon
yang berbeda

Isolat ASR1 dan ASR2 memperlihatkan
bahwa glukosa sebagai sumber karbon
merupakan
media
pertumbuhan
yang
aktivitasnya cukup tinggi dalam mengoksidasi
amonium (Gambar 3 dan 4). OD sel bakteri
yang tumbuh dalam media glukosa selama
inkubasi berjumlah paling banyak dibandingkan
dengan media lain. Hal ini menunjukkan bahwa
peningkatan sel bakteri sebanding dengan
peningkatan aktivitas oksidasi amonium. Faktor
utama yang dapat mempengaruhi kecepatan
proses nitrifikasi adalah konsentrasi mikroba
nitrifikasi. Jumlah mikroba nitrifikasi tersebut
dapat dicerminkan dengan waktu generasi
mikroba yang berhubungan dengan jumlah
energi yang dibutuhkan selama proses oksidasi
(Laraspendi 2004).
Jika dibandingkan dengan media
suksinat dan gliserol, media glukosa bukan
merupakan media yang aktivitasnya paling
tinggi untuk mengoksidasi amonium. Bakteri
yang memanfaatkan sumber karbon berenergi
tinggi seperti glukosa melakukan aktivitas
oksidasi amonium menjadi nitrit dan nitrat,
diduga sebagai lintasan untuk memperoleh
energi ketika bakteri tidak memperoleh energi
yang cukup dari oksidasi senyawa karbon.
Persentase produk samping yang
dihasilkan karena proses nitrifikasi ini cukup
tinggi pada semua media (Tabel 1 & 2).
Presentase produk samping dapat diketahui
dengan menggunakan perhitungan (Lampiran
2). Produk samping dari reaksi oksidasi
amonium ini dapat berupa gas N2O atau dapat
juga digunakan sebagai senyawa nitrogen yang
terlibat
dalam
metabolisme
bakteri
pengoksidasi amonium setelah diasimilasi oleh

adanya kompetisi dalam penggunaan makanan,
sementara jumlah nutrien yang tersedia sudah
mulai
berkurang.

O D Sel (550 nm )

0.7
0.6
0.5
0.4
0.3
0.2
0.1
0
0

2
0

4
Hari ke5

10

8

6
15

20

Gambar 5 Pertumbuhan isolat ASR 2 selama inkubasi 7
hari pada media suksinat dengan tingkat
salinitas yang berbeda

Adaptasi isolat ASR2 terhadap media
suksinat dengan salinitas tinggi maupun rendah
cukup baik. Isolat ASR2 dapat hidup dan
menyesuaikan diri dengan kisaran salinitas
yang beragam. Daerah tambak yang merupakan
lingkungan estuaria biasanya memungkinkan
terjadi fluktuasi salinitas. Bakteri yang dapat
tumbuh pada salinitas yang tinggi merupakan
halofilik obligat, sedangkan ASR2 selain
tumbuh pada salinitas tinggi juga dapat tumbuh
pada salinitas rendah sehingga dapat dikatakan
bahwa isolat ASR2 bukan merupakan bakteri
halofilik obligat.
Kenaikan aktivitas oksidasi amonium
berbanding lurus dengan kenaikan salinitas
(Gambar 6). Dapat terlihat bahwa semakin
tinggi salinitas maka semakin tinggi pula
tingkat
oksidasi
amonium
walaupun
kenaikannya tidak terlalu signifikan.
7000
6000

Amonium (µM)

sel. Isolat ASR1 dan ASR2 dapat menghasilkan
N2O selama proses nitrifikasi autotrof maupun
heterotrof. Pada lingkungan perairan estuaria
seperti lingkungan tambak, penghasil utama
senyawa N2O berasal dari proses nitrifikasi.
King & Nedwell (1985) menjelaskan bahwa
produksi N2O meningkat secara proporsional
dengan menurunnya konsentrasi amonium
karena proses oksidasi.
Tabel 1 dan 2 memperlihatkan bahwa
N-Nitrit yang terbentuk sangat sedikit, hal ini
karena nitrit bersifat reaktif, tidak stabil dan
merupakan senyawa peralihan dari oksidasi
amonium menjadi nitrat.
Nitrat yang diakumulasi oleh media
glukosa sebagai media nitrifikasi heterotrof
lebih tinggi jika dibandingkan dengan media
karbonat sebagai media nitrifikasi autotrof.
Barraclough dan Puri (1994) menyatakan
bahwa produksi nitrat selalu tinggi pada media
nitrifikasi heterotrof dengan atau tanpa
perlakuan senyawa inhibitor. Nitrifikasi
autotrof dengan media karbonat sebagai sumber
karbon menghasilkan aktivitas nitrifikasi yang
rendah. Proses nitrifikasi kemoautotrof yang
terdapat di alam yaitu pada sedimen akuatik
dihambat oleh banyak senyawa kimia. Senyawa
penghambat proses nitrifikasi diantaranya
adalah nitrapyrin (Blackburn & Sorensen
1985), allylthiourea (Hauck 1980 diacu dalam
Feliatra 2000). Hal ini menjelaskan bahwa
proses nitrifikasi autotrof di alam memiliki
aktivitas yang tidak cukup tinggi.
Uji selanjutnya yaitu uji optimasi
salinitas digunakan isolat ASR2 dengan
suksinat sebagai sumber karbon karena
persentase amonium yang dioksidasinya lebih
tinggi daripada persentase amonium yang
dioksidasi oleh isolat ASR1 dengan sumber
karbon gliserol. ASR1 mengoksidasi amonium
sebesar 83% dengan gliserol sebagai sumber
karbon didalam media , sedangkan ASR2
mengoksidasi amonium sebesar 98% dengan
suksinat sebagai sumber karbon didalam media.

5000
4000
3000
2000
1000

Uji Pengaruh Tingkat Salinitas Terhadap
Aktivitas Oksidasi Amonium
Dari hasil pengamatan dan perhitungan
terhadap OD sel terlihat bahwa pola
pertumbuhan isolat ASR2 hampir sama untuk
setiap perlakuan salinitas (gambar 5).
Pertumbuhan isolat ASR2 terbaik terdapat pada
media suksinat dengan salinitas 20 ppt.
Pertambahan jumlah sel tidak terlihat nyata
pada setiap perlakuan. Pertumbuhan sel
maksimum yaitu pada saat bakteri berada pada
fase log atau eksponensial yang terjadi antara
hari ke-0 sampai hari ke-2, sedangkan pada hari
ke-3 sampai hari ke -7 pertumbuhan bakteri
sudah memasuki fase stasioner yang
diperlihatkan dengan jumlah sel pada fase ini
cenderung konstan. Hal ini diduga karena

0
0

2
0

4
Hari ke5
10

8

6
15

20

Gambar 6 Penurunan kadar senyawa NH4+ oleh isolat
ASR 2 media suksinat dengan tingkat salinitas
yang berbeda

Salinitas di estuaria berkisar antara 0.535 ppm (Kennish 1994 diacu dalam Wahyono
2002). Salinitas ini dapat bervariasi tergantung
dari perbandingan antara limpasan air dari
darat, masukkan air hujan dan penguapan.
Perubahan salinitas musiman di estuaria
biasanya
merupakan
akibat
perubahan
penguapan musiman dan perubahan aliran air
tawar musiman.

Tabel 3 Oksidasi Amonium dengan menghasilkan nitrit, nitrat dan gas N2O oleh isolat ASR 2 setelah inkubasi selama 7 hari pada tingkat
salinitas berbeda dengan suksinat sebagai sumber C

Salinitas
(ppt)

Amonium
Awal (µM)

NH4 yang dioksidasi

NO2- yang diakumulasi

NO3- yang diakumulasi

Produk samping
( gas N2O/N untuk
asimilasi sel)

µM

%

µM

%

µM

%

µM

%

0

5372.73

2671.75

49.72

2.83

0.10

19.99

0.74

2648.92

99.14

5

4542.77

1919.61

42.25

2.33

0.12

15.68

0.81

1901.59

99.06

10

4879.90

2303.00

47.19

1.59

0.069

10.99

0.47

2290.41

99.45

15

5461.61

2930.66

53.65

2.23

0.076

16.45

0.56

2911.98

99.36

20

5730.60

3328.17

58.07

0.70

0.021

36.16

1.08

3291.30

98.89

Henriksen dan Kemp (1988) dalam
Feliatra (2000), mengemukakan bahwa bakteri
nitrifikasi di lingkungan laut akan beradaptasi
dengan fluktuasi salinitas untuk mencapai
habitat pertumbuhannya.
Peningkatan
salinitas
seperti
peningkatan tekanan, berhubungan dengan
mekanisme reproduktif normal dari sel. Sel
mampu tumbuh tetapi tidak mampu untuk
membelah. Populasi bakteri yang lebih banyak
memungkinkan aktivitas nitrifikasi lebih tinggi
(Purnamasari 2004). Sehingga pertumbuhan sel
yang cenderung tetap karena peningkatan
salinitas menyebabkan laju nitrifikasi yang
tetap juga.
Salinitas mempengaruhi enzim amonia
reduktase dalam dinding sel. Jika kisaran
salinitas diperluas lagi maka memungkinkan
penurunan aktivitas nitrifikasi, karena tingginya
salinitas menyebabkan enzim tersebut menjadi
tidak stabil (Bock et al 1989).
Mekanisme bakteri untuk hidup pada
salinitas
tinggi
adalah
dengan
cara
mengadaptasikan tekanan osmotik komponen
intraseluler agar sama dengan tekanan osmotik
ekstraselnya. Selain itu sel bakteri harus
mempunyai komponen konsentrasi garam yang
rendah dalam sitoplasmanya (Oren 1999 diacu
dalam Feliatra 2000).
Dari hasil pengamatan yang didapatkan,
aktivitas oksidasi amonium yang dilakukan
oleh ASR2 paling tinggi adalah pada media
dengan salinitas 20 ppt. Data ini berbeda
dengan data yang dilaporkan oleh Rysgaard et
al (1999) yang menyebutkan bahwa laju
nitrifikasi menurun hingga 50 % dengan
meningkatnya salinitas dari 0 sampai dengan 10
%. Hal ini diduga disebabkan oleh perbedaan
isolat dan sumber karbon yang digunakan pada
uji tersebut. Isolat ASR2 diisolasi dari perairan
tambak tradisional yang sudah diketahui bahwa
sumber karbon yang optimal untuk proses
oksidasi amonium untuk isolat ini adalah
suksinat, sedangkan isolat yang digunakan
Rysgaard et al (1999) adalah isolat dari
sedimentasi estuaria yang belum dilakukan uji
optimasi sumber karbon terhadapnya.

Tabel 3 menjelaskan bahwa persentase
nitrit yang diakumulasi oleh ASR2 pada
salinitas 0 ppt cukup tinggi. Menurut
Nursyirwani
(2000) aktivitas bakteri
pengoksidasi amonium tinggi pada salinitas
yang rendah, sedangkan persentase nitrat yang
terbanyak
dihasilkan
oleh
aktivitas
pengoksidasi nitrit pada 20 ppt, sehingga
lingkungan dengan salinitas yang tinggi cocok
untuk mengoptimalkan aktivitas bakteri
pengoksidasi nitrit. Nitrat yang lebih banyak
memperlihatkan bahwa air tambak telah
distabilkan karena keberadaan oksigen sehingga
dapat melakukan proses nitrifikasi.
SIMPULAN
Sumber
karbon
dan
salinitas
memberikan pengaruh terhadap aktivitas
bakteri pengoksidasi amonium. ASR1 memiliki
aktivitas oksidasi amonium paling tinggi pada
media gliserol sebagai sumber karbon dengan
persentase amonium yang dioksidasi adalah
sebesar 83%. Aktivitas oksidasi amonium isolat
ASR2 paling tinggi adalah pada media suksinat
sebagai sumber karbon dengan persentase
amonium yang dioksidasi adalah sebesar 98%.
Kelangsungan hidup isolat ASR2 terhadap
perbedaan salinitas menjelaskan bahwa untuk
sementara, isolat ASR2 dapat menyesuaikan
diri dengan tumbuh dan melakukan aktivitas
nitrifikasi pada tingkat salinitas yang diuji
adalah tingkat salinitas 20 ppt, sehingga perlu
dilakukan uji yang sama pada salinitas yang
lebih tinggi.
SARAN
Perlu dilakukan karakterisasi lebih
lanjut terhadap tingkat salinitas yang lebih
tinggi dan sumber karbon yang lain untuk
mendapatkan aktivitas oksidasi amonium yang
lebih optimal sehingga dapat diaplikasikan
dalam memaksimalkan proses biokondisioner
lingkungan perairan tambak udang.

DAFTAR PUSTAKA
Adiwidjaya. 2001. Penyesuaian arah kincir dan
penerapan parit internal untuk efisiensi
oksigenasi pada budidaya udang windu
sistem resirkulasi tertutup [Ulasan]. Natur
Indonesia III : 40-46.
Atlas RM, Bartha R. 1998. Microbial ecology
fundamentals and application. Ed ke-4.
California: Benjamin/Cummings Science
Pub.
Barraclough D, Puri G. 1995. The use of 15N
pool dilution and enrichment to separate
the heterotrophic and autotrophic
pathways of nitrification. Soil Biol
Biochem 27: 17-22.
Blackburn HT, J Sorensen. 1985. Nitrogen
cycling in coastal marine environment.
Dept. Ecology and Genetic. University of
Aarhus: Denmark.
Bock E, Koops HP, Harms H. 1989. Nitrifying
bacteria. Di dalam Schlegel HG, Bowein
B (Editor). Autotrophic bacteria. Springer
Verlag: New York.
Feliatra. 2000. Penggunaan salinitas pada isolat
bakteri nitrifikasi yang diisolasi dari
perairan tambak Bengkalis. J Natur
Indonesia III: 32-38.
Greenberg AE, Clesceri LS, Eaton AD. Editor.
1992. Standart Metods for Examination of
Water and Wastewater. 18th Edition.
Publication Office American Public
Health Association: Washington DC.
Hagopian DS, Riley JG. 1998. A closer look at
the
bacteriology
of
nitrification.
Aquaculture Engineering 18: 223-224.
Imamudin H, Agustiyani D. 1999. Kultivasi
bakteri nitrifikasi dari lumpur aktif.
Puslitbang Biologi LIPI. Bogor. [Laporan
teknis]
King D, Nedwell DB. 1985. The influence of
nitrate concentration upon the end
products of nitrate dissimilation by
bacteria in anaerobic salt marsh sediment.
FEMS Microbiol Ecol 31: 23-28.
Laanbroek HJ, Bodelier, PLE & Gerards S.
1994. Oxygen consumption kinetics of
Nitrosomonas europaea and Nitrobacter
hamburgensis grown in mixed continuous
cultures
at
different
oxygen
concentrations. Arch. Microbiol. 161:
156-162.
Laraspendi G. 2004. Kajian Penurunan
Nitrogen Amonia pada Proses Nitrifikasi
dalam Pengolahan Limbah Cair Industri
Perikanan. Bogor: Fakultas Teknologi
Pertanian. Institut Pertanian Bogor.
Madigan MT, Martinko JM, Parker J. 2003.
Brock Biology of Microorganisms.
America: Pearson Education, Inc.
Millamena O. 1990. Organic pollution resulting
from excess feed and metabolite build-up:

effect on Penaeus monodon postlarvae.
Aquaculture engineering 9: 143 – 150.
Mustafa et al. 2001. Pemanfaatan bakteri
pengurai bahan organik asal tanah gambut
pada tanah dari tambak udang intensif. J
Penelitian Perikanan Indones 7:31- 40.
Nursyirwani. 2000. Aktivitas Bakteri Nitrifikasi
pada Konsentrasi Substrat dan Salinitas
Berbeda. Pekanbaru: Lembaga Penelitian
Universitas Riau.
Paerl HW. 1998. The N cycles. In Techniques
in microbial ecology. Burlage et al. (Ed).
Oxford: Oxford University Pr.
Prescott LM, Harley JP, Klein DA. 2000.
Microbiology. 5th Edition. Prentice Hall:
New Jersey.
Purnamasari W. 2004. Isolasi dan seleksi
bakteri pengoksidasi amonium asal
tambak udang.[skripsi]. Bogor: Fakultas
Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam.
Institut Pertanian Bogor.
Rusmana I. 2003a. Reduksi nitrat disimilatif
pada bakteri: Isu lingkungan dan
penerapannya. Hayati 4: 158-160.
Rusmana I. 2003b. Nitrous oxide formation in
bacteria. J Microbiol Indones 8: 63-66.
Rysgaard S, et al. 1999. Effects of salinity on
NH4+ absorbtion capacity, nitrification,
and denitrification in Danish estuarine
sediments. Estuaries: 22 (1) 21- 30.
[Abstract].
Somville M. 1983. Use of nitrifying activity
measurements for describing the effect of
salinity on nitrification in Scheldt Estuary.
App Environ Microbial. 424-426.
Sugama K. 2002. Status budidaya udang
introduksi
serta
prospek
pengembangannya dalam tambak air
tawar. Warta Penelt Perikan Indones 8 :
19-22.
Wahyono. 2002. Karakteristik Nitrat Nitrit dan
Amonia dalam Proses Percampuran di
Perairan Muara Sungai Bengawan Solo
Gresik Jawa Timur Periode JuliDesember 2001. Bogor: Fakultas Studi
Ilmu Kelautan. Institut Pertanian Bogor.
White D. 2000. The Physiology and
Biochemistry of Prokaryot. New York :
Oxford University Press.
Widiyanto T. 2006. Seleksi Bakteri Nitrifikasi
dan Denitrifikasi untuk Bioremediasi di
Tambak Udang. Institut Pertanian Bogor.
Bogor. [Disertasi]
William EH et al. 1998. Molecular analisis of
bacterial communities in a threecompartement granular activated sludge
system indicates community level control
by incompatile nitrification processes.
Appl and Envir Microbiol 64: 2528-2532.

LAMPIRAN

Lampiran 1(a) Konsentrasi senyawa amonium pada media kontrol pengujian aktivitas
oksidasi amonium (nitrifikasi) pada isolat ASR1
6000

A m on ium ( µM )

5000
4000
3000
2000
1000
0
0
Karbonat

2

4
Hari ke-

Asetat

Suksinat

6

8

Glukosa

Gliserol

Lampiran 1(b) Konsentrasi senyawa amonium pada media kontrol pengujian aktivitas
oksidasi amonium (nitrifikasi) pada isolat ASR2

A m o n iu m ( µM )

6000
5000
4000
3000
2000
1000
0
0

2

Karbonat

Asetat

6

8

Glukosa

Gliserol

4
Hari ke-

Suksinat

Lampiran 1(c) Konsentrasi senyawa amonium pada media kontrol pengujian aktivitas
oksidasi amonium isolat ASR2 dengan suksinat sebagai sumber karbon
pada tingkat salinitas berbeda

A m onium (µM )

7000
6000
5000
4000
3000
2000
1000
0
0

2

4

6

8

Hari ke0

5

10

15

20

Lampiran 2 Cara Perhitungan Persentase Produk Samping (Berupa N2O atau Senyawa
Nitrogen Untuk Proses Asimilasi Sel)
Perhitungan :
% Amonium yang dioksidasi = µM Amonium yang dioksidasi X 100 %
µM Amonium awal
% Nitrit yang diakumulasi =

µM Nitrit yang diakumulasi
X 100 %
µM Amonium yang dioksidasi

% Nitrat yang diakumulasi =

µM Nitrat yang diakumulasi
µM Amonium yang dioksidasi

X 100 %

% Produk samping = µM Amonium yang dioksidasi - µM Nitrit -µM Nitrat X 100 %
µM Amonium yang dioksidasi