Pengaruh Kombinasi NAA Dengan Sitokinin (BAP, Kinetin dan 2iP) Terhadap Daya Ploriferasi Tanaman Kantong Semar (Nepenthes mirabilis) Secara In Vitro.

PENGARUH KOMBINASI NAA DENGAN SITOKININ (BAP,
KINETIN DAN 2iP) TERHADAP DAYA PROLIFERASI
TANAMAN KANTONG SEMAR (Nepenthes mirabilis) SECARA
IN VITRO

Oleh
AGUS SETYO YUDHANTO
A34304063

DEPARTEMEN AGRONOMI DAN HORTIKULTURA
FAKULTAS PERTANIAN
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
2012

ii

RINGKASAN
AGUS SETYO YUDHANTO. Pengaruh Kombinasi NAA Dengan Sitokinin
(BAP, Kinetin dan 2iP) Terhadap Daya Ploriferasi Tanaman Kantong Semar
(Nepenthes mirabilis) Secara In Vitro. (Dibimbing oleh NI MADE ARMINI
WIENDI)
Potensi pengembangan nepenthes sangat besar, selain untuk konservasi,
tanaman ini juga berpotensi untuk menjadi tanaman hias, maka diperlukan metode
perbanyakan tanaman secara cepat dan tepat. Penelitian ini bertujuan untuk
mempelajari pengaruh kombinasi NAA dengan sitokinin (BAP, kinetin dan 2iP)
terhadap daya ploriferasi Nepenthes mirabilis secara in vitro. Penelitian ini
dilaksanakan di Laboraturium Bioteknologi Tanaman, Departemen Agronomi dan
Hortikultura, Fakultas Pertanian, Institut Pertanian Bogor, pada bulan Juni Oktober 2010.
Penelitian ini menggunakan metode Rancangan Acak Lengkap (RAL)
faktorial dengan dua faktor. Faktor pertama yaitu konsentrasi auksin berupa 1 dan
2 mg/l NAA, sedangkan faktor kedua yaitu jenis dan konsentrasi sitokinin berupa
BAP, kinetin dan 2 iP masing-masing 0, 2.5 dan 5 mg/l. Penelitian ini terdiri dari
18 perlakuan dan masing-masing perlakuan terdiri dari 3 ulangan, sehingga
terdapat 54 satuan percobaan. Setiap satuan percobaan terdiri atas 1 botol, setiap
botol terdiri dari 3 tanaman, sehingga total terdapat 162 tanaman.
Sidik ragam menunjukkan pengaruh Sitokinin sangat nyata terhadap waktu
inisiasi tunas, waktu inisiasi daun, waktu inisiasi kantong dan waktu inisiasi akar.
Sitokinin memberi pengaruh sangat nyata pada 3-10 MST terhadap jumlah tunas
dan jumlah kantong. NAA memberikan pengaruh sangat nyata terhadap jumlah
kantong pada 10 MST, jumlah tunas pada 8-10 MST dan waktu inisiasi akar.
Kombinasi antara Sitokinin dan NAA berpengaruh sangat nyata pada Waktu
inisiasi daun, waktu inisiasi daun, jumlah daun pada 3-10 MST dan jumlah
kantong pada 3-10 MST. Dari data diatas, pemberian sitokinin secara tunggal
berupa BAP 5 mg/l merupakan media ploriferasi tunas adventif terbaik dengan
memberikan jumlah tunas terbanyak, yaitu 4.9 buah tunas dan menginisiasi akar
2.8 HST.

iii

PENGARUH KOMBINASI NAA DENGAN SITOKININ (BAP,
KINETIN DAN 2iP) TERHADAP DAYA PLORIFERASI
TANAMAN KANTONG SEMAR (Nepenthes mirabilis) SECARA
IN VITRO

Skripsi sebagai salah satu syarat
untuk memperoleh gelar Sarjana Pertanian
pada Fakultas Pertanian Institut Pertanian Bogor

Agus Setyo Yudhanto
A34304063

DEPARTEMEN AGRONOMI DAN HORTIKULTURA
FAKULTAS PERTANIAN
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
2012

iv

Judul

: PENGARUH KOMBINASI NAA DENGAN
SITOKININ (BAP, KINETIN DAN 2iP) TERHADAP
DAYA PLORIFERASI TANAMAN KANTONG
SEMAR (Nepenthes mirabilis) SECARA IN VITRO

Nama

: Agus Setyo Yudhanto

NIM

: A34304063

Menyetujui,
Pembimbing

Dr. Ir. Ni Made Armini Wiendi, MS
NIP: 19610412 198703 2 003

Mengetahui,
Dekan Fakultas Pertanian

Dr. Ir. Ernan Rustiadi M. Agr
NIP: 19651011 199002 1 002

Tanggal Lulus :

v

RIWAYAT HIDUP

Penulis dilahirkan di Tanjung Perak, Kota Surabaya, Provinsi Jawa Timur
pada tanggal 12 Agustus 1986. Penulis merupakan anak kedua dari tiga
bersaudara, dari keluarga Bapak Djuwarto dan Ibu Pantja Larasati.
Tahun 1992 penulis masuk sekolah dasar Perak Barat 01 Surabaya hingga
tahun 1997 pindah ke sekolah dasar Telaga Biru 01 Banjarmasin hingga lulus
pada 1998. Pada tahun 1998 penulis melanjutkan studi ke SMP Negeri 02
Banjarmasin hingga tahun 2000 pindah ke SMP Negeri 07 Surabaya hingga lulus
pada tahun 2001. Pada 2004 penulis menyelesaikan studi di SMA 21 Surabaya.
Penulis diterima menjadi mahasiswa di Departemen Agronomi dan Hortikultura,
Fakultas Pertanian, Institut Pertanian Bogor pada tahun 2004, melalui jalur
Seleksi Penerimaan Mahasiswa Baru (SPMB). Pada tahun 2006, penulis aktif
dalam Badan Eksekutif Mahasiswa (BEM) Fakultas Pertanian, Institut Pertanian
Bogor sebagai Staf Departemen Pengembangan Sumber Daya Manusia (PSDM).
Pada tahun 2007, penulis aktif dalam Forum Komunikasi Rohis Departemen di
Fakultas Pertanian, Institut Pertanian Bogor sebagai Sekretaris Umum. Selama
menjadi mahasiswa penulis juga aktik di Lembaga Dakwah Kampus (LDK) DKM
Al-Hurriyyah tahun 2006-2007. Disamping itu penulis juga aktif dalam berbagai
kegiatan kemahasiswaan dan kepanitiaan lainnya.

vi

KATA PENGANTAR
Puji syukur penulis panjatkan ke hadirat Allah SWT atas berkat, rahmat
dan hidayahNya sehingga penulis dapat menyelesaikan skripsi yang berjudul
“Pengaruh Kombinasi NAA Dengan Sitokinin (BAP, Kinetin dan 2iP)
Terhadap Daya Ploriferasi Tanaman Kantong Semar (Nepenthes mirabilis)
Secara In Vitro” ini. Skripsi ini disusun sebagai salah satu syarat untuk
memperoleh gelar Sarjana Pertanian pada Departemen Agronomi dan Hortikultura
Fakultas Pertanian IPB.
Penulis menyampaikan terima kasih sebesar-besarnya kepada:
1. Ibu Dr. Ir. Ni Made Armini Wiendi, MS sebagai pembimbing atas
bimbingan dan kesabaran beliau dalam penulisan skripsi ini.
2. Bapak Dr. Ir. Agus Purwito, M.Sc. Agr dan Ibu Dr. Heni Purnamawati
atas masukan dan saran selama menguji penulis.
3. Ibu Dr. Ir. Nurul Khumaida, M.Si sebagai pembimbing akademik yang
telah memberikan arahan kepada penulis.
4. Ibunda Pantja Larasati dan Ayahanda Djuwarto atas cinta, kasih sayang
dan semangat selama menyelesaikan skripsi ini.
5. Ibu Dr. Ir. Eny Widajati, MS atas nasehat dan masukan kepada penulis.
6. Ratih Yuni Irawati, Mawardi Bagindo, Aufiya Althof, Ibnu Habibi
Rahman dan Wacih Tresnasih atas semangat dan pertemanan yang luar
biasa selama ini.
7. Teman-teman Hortikultura 41 dan Lab Bioteknologi Tanaman atas waktu
yang luar biasa dengan kalian semua.
8. Teman-teman kostan Byru dan semua teman yang telah membantu penulis
dalam menyelesaikan skripsi ini.
Semoga tulisan ini dapat bermanfaat bagi yang memerlukan dan
dapat digunakan dengan sebaik-baiknya.
Bogor, Mei 2012
Penulis

vii

DAFTAR ISI
Halaman
DAFTAR TABEL……………………………………………………

viii

DAFTAR GAMBAR………………………………………………..

ix

DAFTAR LAMPIRAN………………………………………………

xi

PENDAHULUAN……………………………………………….….
Latar Belakang ………………..…………………………….
Tujuan ……………………………..………………………..
Hipotesis ………………………………………..…………..

1
1
3
3

TINJAUAN PUSTAKA……………………………………………..
Habitat dan Penyebaran Nepenthes …………………………
Botani dan Morfologi Nepenthes …………………………....
Kultur Jaringan Nepenthes ………………………………….
Faktor-Faktor yang Mempengaruhi Kultur Jaringan ……….
Zat Pengatur Tumbuh ……………………………………….
Interaksi Auksin dengan Sitokinin…………………………..

4
4
5
8
9
11
15

BAHAN DAN METODE …………………………………………..
Waktu dan Tempat…………………………………………..
Bahan dan Alat ………………………………………………
Metode Penelitian ………………………..…………………
Pelaksanaan ………………………………………………….
Pemeliharaan …………………………………..……………
Pengamatan …………………………………..……………..

17
17
17
18
19
22
22

HASIL DAN PEMBAHASAN …………………………………….
Kondisi Umum …………..………………………………….
Waktu Inisiasi Tunas Adventif ………………….…………..
Jumlah Tunas Adventif …………….………….……………
Waktu Inisiasi Daun …………..…………………………….
Jumlah Daun …………….………………………………….
Waktu Inisiasi Kantong ……………………………..……....
Jumlah Kantong …………………………….………………
Waktu Inisiasi Akar …………………………………..…….
Jumlah Akar …………………………………………..……..

23
23
25
27
29
31
34
35
38
39

KESIMPULAN ……………………………………………………..

42

DAFTAR PUSTAKA……………………………………….………

43

LAMPIRAN…………………………………………………………

46

viii

DAFTAR TABEL

Nomor

Halaman

1. Notasi Perlakuan NAA dan sitokinin yang digunakan
dalam penelitian ini.......................................................................

19

2. Rekapitulasi Sidik Ragam Respon Pengaruh Tunggal yang
Diamati pada Kultur Nepenthes mirabilis
secara in vitro..........................................................................

24

3. Pengaruh Tunggal Pemberian Sitokinin dan NAA terhadap
Waktu Inisiasi Tunas Nepenthes mirabilis
secara in vitro…………………………………………………..

26

4. Pengaruh Tunggal Pemberian Sitokinin dan NAA terhadap
Rata-rata Jumlah Tunas Nepenthes mirabilis
pada 3 sampai 10 MST secara in vitro.………………………....

27

5. Pengaruh Interaksi Pemberian Sitokinin dan NAA terhadap
Waktu Inisiasi Daun Nepenthes mirabilis
secara in vitro………………………………...…………..………

31

6. Pengaruh Interaksi Pemberian Sitokinin dan NAA terhadap
Rata-rata Jumlah Daun Nepenthes mirabilis
pada 3 sampai 10 MST secara in vitro .......................................

32

7. Pengaruh Interaksi Pemberian Sitokinin dan NAA terhadap
Waktu Inisiasi Kantong Nepenthes mirabilis secara in vitro ….

35

8. Pengaruh Interaksi Pemberian Sitokinin dan NAA Terhadap
Rata-rata Jumlah Kantong Nepenthes mirabilis
Pada 3 sampai 10 MST Secara in vitro…………………………..

36

9. Pengaruh Tunggal Pemberian Sitokinin dan NAA terhadap
Waktu Inisiasi Akar Nepenthes mirabilis
secara in vitro……………………………………….………….

38

10. Pengaruh Tunggal Pemberian Sitokinin dan NAA terhadap
Rata-rata Jumlah Tunas Nepenthes mirabilis
pada 3 sampai 10 MST secara in vitro…...................................

40

ix

DAFTAR GAMBAR
Nomor

Halaman

1. Tanaman Nepenthes mirabilis Hidup Menyemak
di Habitat Alaminya ………………………………..………

5

2. Kantong Pada Tanaman Nepenthes mirabilis ……………….

7

3. Bunga Betina Tanaman Nepenthes (A)
Bunga Jantan Tanaman Nepenthes (B) ………………..……

7

4. Struktur Molekul Naphthalene Acetic Acid (NAA)………….

12

5. Struktur Molekul Kinetin ……………..…………………….

13

6. Struktur Molekul 6-Benzyl amino purine (BAP).………..….

14

7. Struktur Molekul 2iP …………………………….…………

15

8. Interaksi antara Auksin dengan Sitokinindi dalam menginduksi
diferensiasi sel membentuk organ atau jaringan ……………

16

9. Eksplan Nepenthes mirabilis yang digunakan dalam
penelitian ini…………………………………………………..

23

10. Tunas adventif hasil ploriferasi pada kultur Nepenthes mirabilis
pada 2 MST …………………………………………….……..

25

11. Pengaruh Tunggal Pemberian NAA dan Sitokinin terhadap
Rata-rata Jumlah Tunas Pada 3-10 MST Nepenthes mirabilis
secara in vitro………………………………………….……

28

12. Pengaruh Tunggal Pemberian NAA dan Sitokinin terhadap
Rata-rata Jumlah Tunas pada 3-10 MST Nepenthes mirabilis
secara in vitro…………………………….…………….…....

29

13. Tunas Nepenthes mirabilis yang terbentuk pada
media 5 mg/l BAP pada 10 MST……………………………

29

14. Pembentukan Daun Baru Kultur Nepenthes mirabilis
pada 2 MST.……………………………………..………..….

30

x

15. Pengaruh Interaksi Pemberian NAA dan Sitokinin terhadap
Rata-rata Jumlah Daun Nepenthes mirabilis pada 3-10 MST
secara in vitro…………………………………………………

33

16. Pengaruh Interaksi Pemberian NAA dan Sitokinin terhadap
Rata-rata Jumlah Daun Nepenthes mirabilis pada 3-10 MST
secara in vitro……………………………………………..….

33

17. Kantong Nepenthes mirabilis Hasil Pengamatan pada 3 MST..

34

18. Pengaruh Interaksi Pemberian NAA dan Sitokinin terhadap
Rata-rata Jumlah Kantong Nepenthes mirabilis
pada 3-10 MST secara in vitro………………...……………..

37

19. Pengaruh Interaksi Pemberian NAA dan Sitokinin terhadap
Rata-rata Jumlah Kantong Nepenthes mirabilis
pada 3-10 MST secara in vitro……….………………….…..

37

20. Akar Nepenthes mirabilis Hasil Pengamatan pada 3 MST



38

21. Pengaruh Tunggal Pemberian NAA dan Sitokinin terhadap
Rata-rata Jumlah Akar Nepenthes mirabilis
pada 3-10 MST secara in vitro………………….……….…..

40

22. Pengaruh Tunggal Pemberian NAA dan Sitokinin terhadap
Rata-rata Jumlah Akar Nepenthes mirabilis
pada 3-10 MST secara in vitro……………….……………...

41

xi

DAFTAR LAMPIRAN
Nomor

Halaman

1. Komposisi Media Murashige-Skoog ................................

47

2. Sidik Ragam Pengaruh Tunggal Sitokinin dan NAA
Waktu Inisiasi Tunas N.mirabilis…………………….….

48

3. Sidik Ragam Pengaruh Tunggal Sitokinin dan NAA
terhadap Jumlah Tunas N. mirabilis pada 3 sampai 10 MST..

48

4. Sidik Ragam Pengaruh Interaksi Sitokinin dan NAA
Waktu Inisiasi Daun N. mirabilis………………………….

49

5. Sidik Ragam Pengaruh Interaksi Sitokinin dan NAA
Terhadap Jumlah Daun N. mirabilis pada 3 sampai 10 MST.. 49
6. Sidik Ragam Pengaruh Interaksi Sitokinin dan NAA
Waktu Inisiasi Kantong N. mirabilis.………………………

50

7. Sidik Ragam Pengaruh Tunggal Sitokinin dan NAA
terhadap Jumlah Kantong N. mirabilis
pada 3 sampai 10 MST……………………………………..

50

8. Sidik Ragam Pengaruh Tunggal Sitokinin dan NAA
Waktu Inisiasi Akar N. mirabilis…………………………….

51

9. Sidik Ragam Pengaruh Tunggal Sitokinin dan NAA
terhadap Jumlah Akar N. mirabilis pada 3 sampai 10 MST..

51

PENDAHULUAN

Latar Belakang

Sebagai negara tropis, Indonesia memiliki berbagai jenis flora dan fauna
endemik yang tidak dimiliki oleh negara atau tempat lain di bagian dunia ini.
Salah satu flora endemik yang hanya tumbuh di Indonesia adalah tanaman
kantong semar (Nepenthes sp.). Keberadaan nepenthes termasuk spesies langka
dan dilindungi oleh negara maupun dunia. Sebagai tanaman yang dilindungi maka
perdagangan internasional tanaman yang berasal dari habitat alam harus dikontrol
dengan ketat dan hanya diperkenankan untuk kepentingan non komersial tertentu
dengan izin khusus.
Menurut Phillip dan Lamb (1996) Nepenthes merupakan satu-satunya
genus dari famili Nepenthaceae. Kurang lebih terdapat 83 spesies yang saat ini
telah teridentifikasi tersebar di dunia dan 53 spesies diantaranya (>60%) terdapat
di Indonesia. Kalimantan menempati urutan pertama dengan jumlah nepenthes
lebih dari 29 jenis. Berdasarkan hasil penelusuran spesimen di herbarium Bogor,
ditemukan bahwa di Sulawesi terdapat 10 jenis, Papua Nugini 9 jenis, Maluku 4
jenis dan Jawa hanya terdapat 2 jenis nepenthes saja.
Keunikan tanaman ini dapat dilihat dari bentuk dan struktur khas yang
menjadikan daya tarik tersendiri. Morfologi kantong beraneka ragam yang
merupakan modifikasi daun, berfungsi sebagai perangkap serangga terutama
semut dan dedaunan. Dalam kantong terdapat cairan berupa enzim yang dapat
menghancurkan bagian-bagian tubuh serangga dan dedaunan sehingga menjadi
sumber nutrisi untuk pertumbuhan tanaman ini. Selain bentuk yang beraneka
ragam, ukuran dan warna kantong yang bervariasi sesuai dengan tempat tumbuh
dan jenisnya menambah daya tarik tanaman ini (Mansur, 2006).
Kelestarian nepenthes semakin terancam akhir-akhir ini karena adanya
konversi lahan.Keadaan ini justru sangat berbeda dengan kondisi nepenthes di
Jerman.Tanaman ini banyak digemari dan bahkan pengembangan budidayanya
jauh lebih maju. Semakin menyusutnya luasan hutan yang disertai kerusakan,
dikhawatirkan

akan

berdampak

langsung

pada

jumlah

populasi

dan

2

keanekaragaman nepenthes. Kepunahan nepenthes pun dapat terjadi jika kondisi
ini tidak ditanggulangi dengan baik. Usaha konservasi ex-situ perlu dilakukan
dengan cara domestikasi melalui mekanisme budidaya dan pemuliaan (Mansur,
2006).
Potensi pengembangan nepenthes sangat besar, selain untuk konservasi,
tanaman ini juga berpotensi untuk menjadi tanaman hias, maka diperlukan metode
perbanyakan tanaman secara cepat dan tepat. Perbanyakan dengan biji masih
jarang digunakan karena menurut Cheek dan Jebb (2001), perkecambahan
nepenthes memerlukan waktu kurang lebih 4-6 minggu setelah tanam dengan
persentasi berkecambah 40%. Cara lain dengan menggunakan stek batang
tanaman nepenthes. Cara perbanyakan melalui stek terbatas pada jumlah buku dan
waktu yang relatif lama untuk menyiapkan tanaman induk siap stek (Sayekti,
2007). Metode perbanyakan dengan pemisahan anakan terbatas oleh sedikitnya
jumlah anakan yang terbentuk. Pada Nepenthes mirabilis anakan jarang terbentuk.
Salah satu alternatif metode perbanyakan yang dapat ditempuh adalah
melalui kultur in vitro. Metode ini diharapkan mampu menghasilkan tanaman
dalam skala besar dengan waktu yang relatif cepat serta kualitas tanaman yang
dihasilkan menjadi lebih baik. Menurut Gunawan (1992), melalui kultur jaringan
kebutuhan ketersediaan bibit tanaman dalam skala besar dapat terpenuhi.
Sundorowati et al. (2002) menyatakan bahwa perbanyakan tanaman dengan
teknik kultur jaringan (in vitro) telah banyak dilakukan untuk tanaman yang
bernilai ekonomi tinggi atau tergolong langka dan sulit diperbanyak dengan cara
konvensional.
Penelitian

tentang

pengaruh

media

terhadap

pertumbuhan

dan

perkembangan Nepenthes mirabilis secara in vitro telah dilakukan sebelumnya
oleh Sayekti (2007) dan Alitalia (2008). Menurut Sayekti (2007) media
perkecambahan nepenthes terbaik adalah ¼ komposisi hara makro dan mikro
media KC dan ½ komposisi hara makro dan mikro media MS. Pada penelitian ini
diperoleh tanaman yang membentuk kalus dan multiplikasi tunas pada minggu ke8 setelah berkecambah. Media yang mampu memberikan respon pertumbuhan
tersebut adalah ¼ komposisi hara makro dan mikro media KC + Thidiazuron
(TDZ) dan ½ komposisi hara makro dan mikro media MS + TDZ. Pertumbuhan

3

tanaman pada media ini berbeda dengan yang lain. Tanaman menjadi kerdil
(abnormal), daun tidak berkantong, roset, berukuran kecil dengan jumlah yang
banyak. Hal ini disebabkan oleh aktivitas TDZ sebagai sitokonin yang sangat aktif
walaupun dalam konsentrasi yang sangat rendah.
Penggunaan zat pengatur tumbuh sitokinin dan auksin yang lain, baik jenis
maupun konsentrasi yang berbeda perlu diteliti untuk mendapatkan metode yang
optimal untuk perbanyakan tanaman Nepenthes mirabilis.

Tujuan

Penelitian ini bertujuan untuk mempelajari pengaruh kombinasi NAA
dengan sitokinin (BAP, kinetin dan 2iP) terhadap daya ploriferasi Nepenthes
mirabilis secara in vitro, untuk memproduksi plantlet yang seragam.

Hipotesis

1. Interaksi antara auksin dan sitokinin nyata berpengaruh terhadap daya
ploriferasi tunas Nepenthes mirabilis.
2. NAA berpengaruh nyata terhadap daya ploriferasi tunas Nepenthes
mirabilis.
3. Sitokinin (BAP, kinetin dan 2iP) berpengaruh nyata terhadap daya
ploriferasi tunas Nepenthes mirabilis.
4. Antar jenis sitokinin (BAP, Kinetin dan 2iP) berpengaruh terhadap daya
ploriferasi tunas Nepenthes mirabilis.

4

TINJAUAN PUSTAKA

Habitat dan Penyebaran Nepenthes
Tanaman kantong semar tersebar di beberapa bagian di dunia ini, antara
lain Asia, Amerika dan Australia. Asia tenggara memiliki populasi terbesar dari
tanaman ini. Kantong semar terdiri atas 7 genus dari famili-famili yang berbeda.
Menurut Clarke (1997) genus terbesar adalah nepenthes dari famili Nepenthaceae
yang tersebar dari Australia bagian utara sampai Asia tenggara dan China di
bagian selatan. Spesies lain nepenthes terdapat di Srilanka, India, Seychelles,
Madagaskar dan Kaledonia baru, akan tetapi populasi paling banyak terdapat di
Borneo dan Sumatera. Dari tempat-tempat tersebut nepenthes banyak hidup di
daerah-daerah tropis di dunia.
Menurut Pietropaolo dan Patricia (1986) nepenthes dapat hidup pada
habitat yang beraneka ragam mulai dari batu berkapur yang lembab, tanah yang
berkadar garam tinggi di musim hujan maupun musim kering hingga rawa-rawa
yang tergenang air sepanjang tahun. Nepenthes sebagai tanaman epifit dan tumbuh
menjalar di atas permukaan tanah.
Menurut Mansur (2006), N. mirabilis memiliki daya adaptasi lebih tinggi
daripada N. gracilis dan jenis nepenthes lainnya. Jenis ini dapat hidup di berbagai
habitat pada lahan basah maupun kering. Penyebaran N. mirabilis juga sangat luas
di Asia Tenggara. Di Indonesia tumbuh mulai dari Sumatera, Jawa, Kalimantan,
Sulawesi, hingga ke Irian Jaya. N. mirabilis umumnya ditemukan tumbuh baik di
bawah ketinggian 500 m di atas permukaan laut pada tanah podsolik merah, tanah
liat, tanah gambut maupun tanah kapur. Tanaman ini juga sering tumbuh
berdampingan dengan jenis nepenthes lainnya, khususnya N. reinwardtiana, N.
gracilis, N. rafflesiana, N. ampularia, N. Bicalcarata, sehingga sering terjadi
silang alami antara N. mirabilis dengan jenis nepenthes tersebut.

5

Botani dan Morfologi Nepenthes

Menurut Mansur (2006), tanaman nepenthes termasuk kedalam Kerajaan
Plantae, Filum Magnoliophyta, Kelas Magnoliopsida, Subkelas Dilleniidae, Ordo
Nepenthales, Famili Nepenthaceae, Genus Nepenthes, Spesies Mirabilis.

Gambar 1. Tanaman Nepenthes mirabilis Hidup Menyemak di Habitat Alaminya.
(Druce, 2011)

Nepenthes merupakan tanaman herba tahunan yang mempunyai batang
dengan diameter lebih dari 2 inchi (5 cm). Pada beberapa spesies, panjang batang
dapat mencapai 66 kaki (19.8 m). Batang merambat diantara semak belukar dan
pohon atau dapat juga tergeletak begitu saja diatas permukaan tanah. Batang ini
menunjukkan adanya variasi seperti bentuk batang membulat dan segitiga pada
spesies tanaman yang sama (Pietropaolo dan Patricia, 1986). Batang tanaman ini
merambat di atas permukaan tanah dan pohon atau dapat juga menyemak
(Gambar 1).
Bentuk batang dari tiap tanaman nepenthes berbeda tiap jenis spesiesnya.
Batang berbentuk segitiga dimiliki oleh N. gracilis dan N. reinwardtiana; batang
segi empat dimiliki oleh N. spathulata; dan batang bersudut dimiliki oleh N.
adrianii. Batang ini berwarna hijau, kadang-kadang ungu tua atau merah tua.
Daun kantong semar akan muncul pada ruas-ruas batang dengan jarak tetap, pada

6

ujung daun tersebut akan muncul sulur panjang dan tipis, sulur ini menjadi
penopang ketika ia merambat ke pohon lain dan di ujung sulur inilah akan muncul
kantong-kantong yang unik (Tim Redaksi Trubus, 2006). Daun nepenthes
mempunyai helaian yang panjang berwarna hijau sampai hijau kekuningan dengan
calon kantong terdapat di luar helaian daun keluar dari sulur berbentuk silinder
dengan ukuran sama panjang atau lebih panjang dari daun. Ujung sulur yang
berwarna kuning kehijauan berkembang menjadi kantong pada lingkungan yang
sesuai (Pietropaolo dan Patricia, 1986).
Tiap spesies tanaman nepenthes memiliki tipe kantong yang berbeda.
Secara umum tanaman ini memiliki dua tipe kantong, kantong atas dan kantong
bawah. Kantong bawah berbentuk roset biasanya memiliki mulut (peristome)
yang lebar. Kantong roset muncul pada tanaman yang relatif muda atau yang
sudah dipangkas. Kantong atas bentuknya cenderung menyerupai corong jika
dibandingkan kantong bawah. Kantong atas menyimpan cairan dalam jumlah
sedikit dibandingkan kantong bawah sehingga lebih ringan. Kantong tersebut
muncul pada ujung sulur yang memiliki warna dan bentuk yang beragam.
Kantong tertutup oleh penutup yang beraneka macam bentuknya pada awal
pembentukan (Tim Redaksi Trubus, 2006).
Biasanya serangga-serangga mendatangi kantong nepenthes karena tertarik
oleh bentuk, warna dan aroma dari cairan nepenthes yang khas. Cairan ini berguna
untuk menjebak serangga atau binatang kecil lainnya yang terbang mengerumuni,
sehingga terjerumus masuk ke dalam kantong (Pudjiastuti et al., 1997). Cairan
khas ini sebenarnya merupakan enzim protease (nepenthesin). Enzim ini
dikeluarkan oleh kelenjar yang ada pada dinding kantong di zona pencernaan yang
berfungsi sebagai enzim pengurai. Enzim ini juga dikenal sebagai enzim
nepenthesin, bekerja dengan cara mengurai protein serangga atau binatang lain
yang terperangkap di dalam cairan kantong menjadi zat-zat yang lebih sederhana,
seperti nitrogen, fosfor, kalium dan garam-garam mineral (Gambar 2). Zat-zat
sederhana inilah yang kemudian diserap oleh tanaman untuk kebutuhan hidupnya.
Aktivitas enzim ini sangat dipengaruhi oleh pH (keasaman) cairan kantong, dan
setiap jenis nepenthes memiliki nilai pH cairan yang berbeda-beda, umumnya di
bawah 4 (Mansur, 2006).

7

Gambar 2. Kantong Pada Tanaman Nepenthes mirabilis. (Druce, 2011)

Nepenthes termasuk jenis tanaman berumah dua.Bunga jantan dan betina
terpisah pada tanaman yang berbeda. Bunga dihasilkan dari apex pada batang
tanaman yang telah dewasa dan untuk menghasilkan biji pada tanaman ini
dibutuhkan polen dari tanaman jantan untuk ditransfer ke stigma pada tanaman
betina (Gambar 3). Fertilisasi dibantu oleh angin atau serangga. Ovary akan
berkembang menjadi buah setelah fertilisasi berlangsung baik (Clarke, 1997).

(A)

(B)

Gambar 3. Bunga Betina Tanaman Nepenthes (A) dan Bunga Jantan
Nepenthes (B). (Druce, 2011)

8

Buah nepenthes membutuhkan waktu sekitar 3 bulan untuk berkembang
penuh hingga masak setelah masa fertilisasi. Ketika masak, buah akan retak
menjadi empat bagian dan biji-bijinya akan terlepas. Penyebaran biji biasanya
dengan bantuan angin. Kapsul buah nepenthes tersebut banyak yang rusak karena
gigitan ngengat (Clarke, 1997).
Biji yang dihasilkan tanaman nepenthes memiliki sayap yang panjangnya
dapat mencapai 30 mm, sangat ringan dengan endosperm yang kecil. Terdapat
lebih dari 500 biji dalam satu kapsul biji yang masak, tapi diantaranya banyak
yang merupakan biji-biji steril.

Kultur Jaringan Nepenthes

Kultur jaringan adalah suatu metode untuk mengisolasi bagian dari
tanaman seperti protoplasma, sel, kelompok sel, jaringan dan organ serta
menumbuhkannya dalam kondisi aseptik sehingga bagian-bagian tersebut dapat
memperbanyak diri dan beregenerasi menjadi tanaman utuh kembali (Gunawan,
1992). Metode ini banyak mengalami perkembangan dan telah dipergunakan
dalam industri tanaman.
Dasar pemikiran teknik kultur jaringan adalah suatu konsep yang
dinamakan totipotensi cell yang dikemukakan oleh Schleiden dan Schwan.
Totipotensi artinya total genetic potential. Hal ini berarti di dalam tubuh
multiselular, setiap sel memiliki potensi genetik seperti zigot yang mampu
memperbanyak diri dan berdiferensiasi menjadi tanaman lengkap (George dan
Sherrington, 1984).
Semua bagian tanaman dapat digunakan sebagai eksplan tetapi sel-sel
yang telah mengalami diferensiasi lebih lanjut sulit ditumbuhkan dibandingkan
dengan

sel-sel

meristematik.

Ukuran

eksplan

yang

dikulturkan

juga

mempengaruhi keberhasilannya. Ukuran yang terlampau kecil akan mengurangi
daya tahan tanaman ketika dikulturkan. Sementara bila terlalu besar akan sulit
mendapatkan eksplan yang steril (Gunawan, 1992).

9

Penelitian tentang kutur jaringan tanaman karnivora khususnya nepenthes
sudah banyak dilakukan di negara lain seperti Malaysia dan Australia, akan tetapi
ketersediaan informasi tentang hasil-hasil penelitian kultur jaringan nepenthes
masih sangat terbatas karena sebagian besar penelitian yang dilakukan hanya
untuk produksi tanaman secara komersial.
Rasco dan Maquilan (2005) mempelajari perkecambahan Nepenthes
truncata secara in vitro. Salah satu perlakuan yang digunakan adalah penggunaan
media yang berbeda. Media yang digunakan pada percobaan tersebut adalah MS,
WPM dan KC masing-masing dengan konsentrasi penuh, ¾, ½ dan ¼ komposisi
hara makro dan mikro media tanpa penambahan zat pengatur tumbuh. Hasil yang
diperoleh terbaik pada peubah persentase inisiasi perkecambahan adalah pada
perlakuan media ¼ komposisi hara makro dan mikro media WPM (17.5 %),
sedangkan peubah rata-rata perkecambahan terbaik pada media MS (1.8 %
perkecambahan per hari) dan peubah perkecambahan akhir terbaik pada media
KC (95 %). Pada peubah bentuk kantong, kondisi daun dan panjang pucuk terbaik
pada media ¼ komposisi hara makro dan mikro media KC, sedangkan pada media
lainnya tanaman mengalami abnormalitas.
Penelitian

tentang

pengaruh

media

terhadap

pertumbuhan

dan

perkembangan Nepenthes mirabilis secara in vitro telah dilakukan sebelumnya
oleh Sayekti (2007) dengan menghasilkan media perkecambahan yang terbaik
adalah ¼ komposisi hara makro dan mikro media KC dan ½ komposisi hara
makro dan mikro MS, sedangkan menurut Alitalia (2008) inisiasi tunas tercepat
didapatkan dengan pemberian BAP sebesar 1 mg/l.

Faktor-Faktor yang Mempengaruhi Keberhasilan Kultur Jaringan

Banyak faktor yang mempengaruhi keberhasilan kultur jaringan, menurut
Wattimena et al. (1992), antara lain eksplan, media tanam, kondisi fisik media, zat
pengatur tumbuh (ZPT) dan lingkungan tumbuh. Berikut beberapa hal yang perlu
diperhatikan untuk keberhasilan kultur jaringan:

10

Eksplan

Eksplan merupakan sebutan bagi bahan tanaman yang dikulturkan.
Menurut Harjadi (1989) bagian tanaman yang digunakan menjadi eksplan
mencakup ujung pucuk (shoot tips), irisan-irisan batang, daun, bunga, keping biji,
akar, buah, embrio, meristem, pucuk apikal dan jaringan nuselar. Rasco dan
Maquilan (2005) menggunakan eksplan biji pada studi perkecambahan N.
truncata,

Sayekti

(2007)

juga

menggunakan

eksplan

biji

pada

studi

perkecambahan N. mirabilis dan N. ampularia, sedangkan Alitalia (2008)
menggunakan eksplan batang mikro pada studi pertumbuhan dan perkembangan
tunas mikro nepenthes mirabilis.
Menurut Gunawan (1987) ukuran eksplan yang dikulturkan turut
menentukan keberhasilan dari suatu teknik kultur jaringan. Ukuran eksplan yang
terlalu kecil akan kurang daya tahan ketika dikultur, sedangkan bila ukurannya
terlalu besar akan sulit didapatkan eksplan steril. Eksplan harus diusahakan agar
dalam keadaan aseptik melalui prosedur sterilisasi dengan berbagai bahan kimia.
Melalui eksplan yang aseptik kemudian diperoleh kultur yang axenik yaitu kultur
dengan hanya satu macam organisme yang diinginkan. Eksplan yang ditanam
pada media tumbuh yang tepat dapat beregenerasi melalui proses yang disebut
organogenesis dan embriogenesis. Organogenesis merupakan suatu proses
terbentuknya organ-organ seperti pucuk dan akar, sedangkan embriogenesis
merupakan suatu proses terbentuknya embrio somatik. Embrio somatik yang
terbentuk ini bukan dari zigot, melainkan dari sel somatik tanaman.

Media Kultur

Gunawan (1987) melaporkan bahwa keberhasilan dalam penggunaan
metode kultur jaringan sangat bergantung pada media yang digunakan. Media ini
tidak hanya menyediakan unsur hara (makro dan mikro) tetapi juga karbohidrat
(gula) sebagai sumber energi. Hasil yang lebih baik akan kita peroleh, bila ke
dalam media tersebut ditambahkan vitamin, asam amino dan zat pengatur tumbuh.

11

Umumnya media kultur jaringan tersusun atas komposisi hara makro, hara
mikro, vitamin, gula, asam amino dan N-organik, persenyawaan kompleks alami
(air kelapa, ekstrak ragi, jus tomat, dsb), bufer, arang aktif, zat pengatur tumbuh
(terutama auksin dan sitokinin) dan bahan pemadat. Faktor lain yang tidak kalah
penting dalam kultur jaringan adalah pengaturan pH media. Tingkat keasaman
media harus diatur supaya tidak mengganggu fungsi membran sel dan pH
sitoplasma (Gunawan, 1987). Gamborg dan Shyluk (1981) menambahkan bahwa
sel-sel tanaman membutuhkan pH yang sedikit asam antara 5.5-5.8.
Secara umum menurut Wiendi et al. (1991), pembentukan tunas in vitro
baik melalui morfogenesis langsung maupun tidak langsung sangat bergantung
pada jenis dan konsentrasi yang tepat dari senyawa organik, an-organik dan zat
pengatur tumbuh. Namun tidak berarti bahwa suatu kombinasi medium hanya
untuk satu jenis tanaman.
Penambahan agar-agar ke dalam media kultur bertujuan agar tekstur media
menjadi lebih padat untuk menopang tanaman agar tetap berdiri tegak, jika media
berbentuk cair, kultur harus selalu di goyang dengan shaker agar aerasi yang baik
tetap terjaga, apabila media tidak digoyang, maka eksplan akan tenggelam
seluruhnya yang dapat menyebabkan terjadinya kematian eksplan karena kondisi
anaerobik (Wetherell, 1982).
Menurut Alitalia (2008) media ½ komposisi hara makro dan mikro media
MS dengan pemberian BAP hingga 1 mg/l terbukti mampu memberikan waktu
inisiasi tunas (17.8 HST), waktu inisiasi daun (27.3 HST) dan waktu inisiasi
kantong (41.4 HST) tercepat, jumlah tunas, jumlah daun dan jumlah kantong
terbanyak tiap minggunya dan menghasilkan tanaman tertinggi (10.2 mm).

Zat Pengatur Tumbuh

Zat pengatur tumbuh mempunyai peranan yang sangat besar dalam
pertumbuhan dan perkembangan kultur, karena zat ini mengawali reaksi-reaksi
biokimia dan mengubah komposisi di dalam media tanam. Sebagai akibat

12

pengubahan komposisi kimia, terjadilah pembentukan organ tanaman seperti akar,
tunas, daun, bunga, dan lainnya (Wattimena, 1988).
Dua golongan zat pengatur tumbuh yang sangat penting dalam kultur
jaringan adalah sitokinin dan auksin. Interaksi dan perimbangan antara zat
pengatur tumbuh yang diberikan dalam media dan yang diproduksi oleh sel secara
endogen menentukan arah perkembangan suatu kultur. Penambahan auksin atau
sitokinin eksogen, mengubah level zat pengatur tumbuh sel.

Auksin

Auksin digunakan secara luas dalam kultur jaringan untuk merangsang
pembentukan tunas, merangsang pemanjangan sel, suspensi sel dan organ.
Pemilihan jenis auksin dan konsentrasinya tergantung atas tipe pertumbuhan yang
dikehendaki, kandungan auksin endogen, dan kemampuan jaringan mensintesis
auksin. Auksin yang secara alami terdapat dalam tumbuhan adalah Indole-3Acetic Acid (IAA). Bentuk-bentuk auksin eksogen yang biasa ditambahkan ke
dalam media kultur adalah 2.4-D, IBA, NAA, dan IAA.
Zat pengatur tumbuh NAA merupakan ZPT yang sering digunakan dalam
kultur jaringan. Jika penggunaan konsentrasi NAA lebih tinggi dibandingkan
konsentrasi sitokinin, maka dapat mempercepat inisiasi akar. Auksin dalam
konsentrasi rendah akan memacu akar adventif sedangkan konsentrasi tinggi
mendorong terbentuknya kalus (Pierik, 1987).

Gambar 4. Struktur Molekul Naphthalene Acetic Acid (NAA).
(National Center for Biotechnology Information, 2011)

13

NAA memiliki sifat kimia lebih stabil dibanding IAA dan tidak mudah
teroksidasi oleh enzim. Anwar (2007) menyatakan bahwa NAA merupakan auksin
sintetik yang sering digunakan karena memiliki sifat yang lebih tahan, tidak
terdegradasi dan lebih murah. Naphthalene Acetic Acid / Naphtyl Acetic Acid
(NAA) memiliki bobot molekul 186.21 dengan rumus molekul C12H10O2
(Gambar 4).
Pengaruh fisiologi auksin NAA terjadi pada pemanjangan sel dimana
NAA merangsang pemanjangan sel dan juga akan berakibat pada pemanjangan
koleoptil dan batang. Distribusi NAA yang tidak merata dalam batang dan akar
akan menimbulkan pembesaran sel

yang

tidak sama disertai dengan

pembengkakan organ. Sel – sel meristem dalam kultur kalus dan struktur organ
juga tumbuh akibat pengaruh dari NAA. NAA umumnya menghambat
pemanjangan sel jaringan akar kecuali pada konsentrasi yang sangat rendah.

Sitokinin

Kinetin merupakan sitokinin tiruan pertama kali yang ditemukan oleh
Miller dan Skoog yang didapat dari DNA ikan Herring yang di autoclave dalam
larutan yang asam. Kinetin mempunyai berat molekul 215.21 g/mol dengan rumus
kimia C10H9N5O (Gambar 6). Kinetin biasa dipakai dalam kultur jaringan tanaman
untuk induksi kalus dan untuk merangsang pertumbuhan tunas yang berasal dari
kalus.

Gambar 5. Struktur Molekul Kinetin.
(Amasino, 2011)

14

Sitokonin adalah turunan dari adenin. Golongan ini sangat penting dalam
pengaturan pembelahan sel dan morfogenesis. Wiendi et al. (1991) memperkuat
gagasan tersebut dengan menyatakan bahwa pembelahan mitosis tidak akan
terjadi tanpa sitokinin. Sitokinin terutama berperan dalam pembentukan benang
gelendong.
Ketika periode pembelahan sel dan pembesaran di dalam benih (embrio
dan endosperma) sitokinin dibentuk dengan konsentrasi yang tinggi. Sitokinin
mempercepat terjadinya sitokinesis (Bewley dan Black, 1994). Sitokinin berperan
dalam pengaturan pembelahan sel dan morfogenesis. Aktivitas utama sitokinin
adalah mendorong pembelahan sel, menginduksi pertumbuhan tunas adventif dan
dalam konsentrasi tinggi menghambat inisiasi akar (Pierik, 1987).

Sitokinin

digunakan untuk merangsang pembentukan tunas dan memecah dormansi sel
(Hartmann et al., 1997).
Sitokinin yang biasa digunakan dalam kultur jaringan yaitu: kinetin (6furfuryl amino purine) (Gambar 5), zeatin, 2iP, BAP, PBA, 2C 1-4 PU, 2.6-C1-4
dan thidiazuron (TDZ). Penggunaan sitokinin dalam konsentrasi yang melebihi
auksin dapat mempercepat inisiasi tunas, sedangkan jika keduanya digunakan
dalam konsentrasi yang berimbang cenderung membentuk kalus.

Gambar 6. Struktur Molekul 6-Benzyl amino purine (BAP).
(National Center for Biotechnology Information, 2011)

6-Benzyl amino purine (BAP) merupakan sitokinin sintetik yang memiliki
berat molekul sebesar 225.26 dengan rumus molekul C12H11N5 (Gambar 6).
Wattimena (1988) menyatakan bahwa BAP merupakan turunan adenin yang
disubstitusi pada posisi 6 adalah yang memiliki aktivitas kimia paling aktif.BAP

15

merupakan sitokinin sintetik generasi pertama yang memberikan respon
perangsang pembungaan, pembuahan, dan pembelahan sel.
Hasil penelitian Maryani dan Zamroni (2005), pada penggandaan tunas
krisan secara in vitro apabila perlakuan tanpa BAP ternyata memberikan jumlah
akar banyak dan kecenderungan jumlah akar menurun dengan meningkatnya
konsentrasi BAP. Keadaan ini menyatakan bahwa BAP mampu menekan
pertumbuhan akar. Kemampuan menghambat pertumbuhan akar ini sangat
penting dalam penggandaan tunas atau multiplikasi.

Gambar 7. Struktur Molekul 2iP.
(National Center for Biotechnology Information, 2011)

Menurut Arteca (1993) BAP bersifat stabil, relatif lebih murah
dibandingkan sitokinin lainnya sedangkan 2iP termasuk sitokinin yang sangat
efektif karena rumus bangunnya memiliki cincin adenine seperti zeatin seperti
tertera pada Gambar 7.

Interaksi Auksin dengan Sitokinin

Pemanfaatan sitokinin dan auksin pada teknik in vitro dibutuhkan untuk
memacu terbentuknya organ-organ (tunas atau akar), beberapa penelitian yang
menggunakan auksin dan sitokinin adalah sebagai berikut:
Menurut Kimball (1983), sitokinin bila bereaksi bersama dengan auksin
akan merangsang mitosis dalam jaringan meristematik. Wattimena et al. (1992)
menyatakan bahwa morfogenesis tunas dan akar dipengaruhi oleh nisbah auksin

16

dan sitokinin. Nisbah auksin dan sitokinin yang tinggi akan mendorong
morfogenesis akar sebaliknya nisbah auksin dan sitokinin yang rendah akan
mendorong pembentukan tunas (Gambar 8).
George dan Sherrington (1984) dengan jelas menggambarkan interaksi
kerja kedua hormon tersebut. Ternyata rasio kedua hormon ini tidak mutlak untuk
tiap jenis tanaman, karena pada tanaman tertentu sitokinin maupun auksin sangat
diperlukan untuk membentuk tunas aksilar. Pada tanaman monokotil, kalus dapat
diinduksi oleh auksin dengan konsentrasi tinggi tanpa keberadaan sitokinin.
Morfogenesis dan organogenesis sering dirangsang ketika eksplan dipindah ke
media yang konsentrasi auksinnya rendah (Katuuk, 1989).

Gambar 8. Interaksi antara Auksin dengan Sitokinin di dalam menginduksi
diferensiasi sel membentuk organ atau jaringan. (George dan
Sherrington, 1984)

George dan Sherrington (1984) juga menyatakan bahwa inisiasi tunas dan
akar diatur oleh interaksi auksin dan sitokinin yang diberikan ke dalam media.
Demikian juga interaksi masing-masing auksin atau sitokinin eksogen dengan
auksin dan sitokinin endogen yang dikandung oleh eksplan.

BAHAN DAN METODE

Waktu dan Tempat

Penelitian ini dilaksanakan pada bulan Juni 2010 sampai dengan bulan
Oktober 2010 di Laboraturium Bioteknologi Tanaman, Departemen Agronomi
dan Hortikultura, Fakultas Pertanian, Institut Pertanian Bogor.

Bahan dan Alat

Bahan tanaman digunakan eksplan tunas Nepenthes mirabilis steril yang
telah dikecambahkan dari biji yang diperoleh dari Kalimantan pada media ½
komposisi hara makro dan mikro media MS dan telah berumur ± 1.5 tahun sejak
dikecambahkan. Eksplan yang digunakan berukuran 1.5 cm dengan menyisakan 2
ruas batang dari pucuk dan tidak menghilangkan bagian apikal tanaman serta
menyisakan 2 helai daun. Bahan untuk media tanam meliputi zat pengatur tumbuh
NAA 1 dan 2 mg/l (auksin), BAP, Kinetin dan 2iP masing-masing 0, 2.5, dan 5
mg/l (sitokinin), larutan stok MS, agar-agar 8 g/l, gula pasir 30 g/l dan aquades.
Pengaturan pH media dengan menambahkan KOH (1 N) atau HCl (1 N). Bahan
yang digunakan untuk sterilisasi berupa alkohol 70%. Bahan lain yang digunakan
antara lain aquadest, karet gelang, plastik, tissue, spirtus dan label.
Alat-alat yang digunakan antara lain botol kultur, pipet, cawan petri, labu
takar, bunsen, erlenmeyer, sprayer, mata pisau, scalpel, timbangan, gunting,
pinset, autoclave dan laminar air flow cabinet. Rak penyimpanan dilengkapi
dengan lampu fluorescence dengan intensitas cahaya antara 500-750 lux sebagai
sumber penyinaran dengan suhu ruangan diatur antara 20 -22 .

18

Metode Penelitian

Penelitian ini menggunakan metode Rancangan Acak Lengkap (RAL)
faktorial dengan dua faktor. Faktor pertama yaitu konsentrasi auksin berupa 1 dan
2 mg/l NAA, sedangkan faktor kedua yaitu jenis dan konsentrasi sitokinin berupa
BAP, kinetin dan 2 iP masing-masing 0, 2.5 dan 5 mg/l.
Penelitian ini terdiri dari 18 perlakuan dan masing-masing perlakuan
terdiri dari 3 ulangan, sehingga terdapat 54 satuan percobaan. Setiap ulangan dari
satuan percobaan terdiri atas 1 botol, setiap botol terdiri dari 3 tanaman, sehingga
total terdapat 162 tanaman. Masing-masing tanaman diamati sebagai sampel.

Model rancangan percobaan penelitian ini, sebagai berikut:
Yijk = μ + αi + βi + (αβ)ij + εijk
Keterangan:
Yijk

= Nilai pengamatan pengaruh faktor konsentrasi auksin ke-i, faktor jenis
dan konsentrasi sitokinin ke-j dan ulangan ke-k

μ

= Rataan umum

αi

= Pengaruh konsentrasi auksin ke-i ( i = 1 dan 2 ).

βj

= Pengaruh jenis dan konsentrasi sitokinin ke-j ( j = 1, 2, ... dan 7 )

(αβ)ij = Pengaruh interaksi konsentrasi NAA ke-i dengan jenis dan konsentrasi
sitokinin ke-j
εijk

= Galat percobaan ( k = 1, 2, dan 3)

Pengolahan data dengan menggunakan uji F hitung pada system SAS
(Statistical Analysis System). Perlakuan yang berpengaruh nyata pada uji F diuji
lanjut menggunakan Duncan Multiple Range Test (DMRT) pada taraf 5%. Data
yang digunakan di dalam analisis ragam di transformasi dengan √

.

19

Berikut notasi yang digunakan dalam penelitian ini:

Tabel 1. Notasi Perlakuan NAA dan Sitokinin yang Digunakan dalam Penelitian
ini.
Perlakuan Sitokinin
Perlakuan

BAP

Kinetin

2iP

NAA

S0

B2

B5

K2

K5

P2

P5

N1

N1S0

N1B2

N1B5

N1K2

N1K5

N1P2

N1P5

N2

N2S0

N2B2

N2B5

N2K2

N2K5

N2P2

N2P5

Keterangan:
N1 : Perlakuan NAA 1 mg/l
N2 : Perlakuan NAA 2 mg/l
S0 : Perlakuan Kontrol tanpa Sitokinin
B2 : Perlakuan BAP 2.5 mg/l
B5 : Perlakuan BAP 5 mg/l
K2 : Perlakuan Kinetin 2.5 mg/l
K5 : Perlakuan Kinetin 5 mg/l
P2 : Perlakuan 2iP 2.5 mg/l
P5 : Perlakuan 2iP 5 mg/l

Kombinasi perlakuan NAA dengan Sitokinin memiliki notasi yang sama
dengan diatas dimana notasi NAA diikuti dengan notasi Sitokinin, contoh seperti
N1B5 merupakan notasi dari kombinasi perlakuan NAA 1 mg/l dengan BAP 5
mg/l (Tabel 1).

Pelaksanaan

Sterilisasi Alat dan Botol

Sterilisasi merupakan faktor terpenting dari keberhasilan pelaksanaan
kultur jaringan. Alat-alat dan botol yang digunakan dalam pembuatan media dan
penanaman dicuci hingga bersih kemudian disterilkan dengan menggunakan
autoclave selama satu jam pada suhu 121

dan tekanan 17.5 psi. Perhitungan

20

lama waktu dimulai ketika tekanan telah berada pada 17.5 psi selama satu jam.
Alat yang perlu disterilkan antara lain pinset, botol kultur, scalpel, cawan petri,
dan pengaduk.

Pembuatan Larutan Stok

Pembuatan larutan stok dilakukan sebelum pembuatan media tanam
bertujuan untuk memudahkan dalam pencampuran media kultur. Media yang
dibuat terdiri dari media Murashige Skoog (MS) dengan komposisi seperti
terlampir pada Tabel Lampiran 1. Larutan stok dibuat sesuai dengan komposisi
media MS yang disimpan dalam erlenmeyer dengan konsentrasi yang lebih pekat.
Beberapa jenis larutan stok media MS tahan disimpan di ruangan dengan suhu
ruang tetapi adapula yang harus disimpan dalam ruang pada suhu di bawah 10°C.
Larutan stok F, myo-inositol dan vitamin disimpan pada suhu dibawah 10°C,
sedangkan larutan stok A,B,C,D dan E dapat disimpan dalam suhu ruang.

Pembuatan Media Kultur

Media kultur yang digunakan dalam penelitian ini adalah media MS.
Media MS dibuat dengan memipet 20 ml larutan stok A, B dan vitamin, 5 ml
larutan stok C, D dan E, 10 ml larutan F dan Myoinositol ke dalam labu takar satu
liter (Tabel Lampiran 1). Setelah itu ditambahkan NAA sebanyak 1 ml untuk
mendapatkan media dengan konsentrasi 1mg/l dari stok 1g/l NAA dan BAP
sebanyak 1 ml untuk mendapatkan media dengan konsentrasi 1mg/l dari stok 1g/l
BAP. Kemudian gula dilarutkan sebanyak 30 g kedalam aquades dan
dicampurkan ke dalam larutan media. Aquadest ditambahkan hingga tanda terra 1
liter. Untuk mengukur kemasaman media digunakan pH meter 5.8 diatur dengan
menambahkan KOH atau HCl.

21

Larutan media yang telah siap dipindahkan ke dalam panci pemanas lalu
ditambahkan agar-agar sebanyak 8 gram. Larutan media tersebut dipanaskan
sambil diaduk-aduk hingga mendidih. Botol-botol kultur yang telah steril
disiapkan untuk diisi dengan larutan media yang telah dipanaskan. Larutan media
agar yang telah mendidih dituangkan ke dalam botol-botol kultur yang telah
disediakan. Botol-botol yang telah diisi dengan larutan media agar sama rata
ditutup rapat dengan plastik transparan. Botol-botol yang telah tertutup plastik
dengan baik disterilkan dengan autoclave pada suhu 121°C dan tekanan 17.5 psi
selama 20 menit. Media steril disimpan dalam ruang kultur. Media ini dapat
digunakan setelah inkubasi selama 4 hari dan bebas dari kontaminasi.

Persiapan Ruang Tanam

Ruang tanam yang digunakan sebagai tempat menanam eksplan atau yang
biasa disebut laminar air flow cabinet. Sebelum digunakan terlebih dahulu
dibersihkan dengan menggunakan alkohol 96% dan disterilkan dengan sinar ultra
violet selama 1 jam. Alat tanam dan bahan-bahan yang akan digunakan disemprot
alkohol 70% sebelum di masukkan ke dalam laminar air flow cabinet. Hal ini
dilakukan untuk menghindari resiko bahan penelitian terkontaminasi.

Penanaman

Eksplan tunas Nepenthes mirabilis diperoleh dari biji yang telah ditanam ±
1.5 tahun sejak dikecambahkan dengan media ½ komposisi hara makro dan mikro
media MS. Eksplan dipilih dari dalam botol yang memiliki penampilan baik,
seperti pertumbuhan optimum, daun hijau tua, tidak berwarna kuning, tidak vitrus
dan tidak berkalus. Eksplan diambil dari tunas yang dipotong dari pangkal batang
tanpa akar, tiap potongan berukuran 1 sampai 1.5 cm dengan 2 buah ruas dan 2
helai daun awal serta tanpa pemotongan tunas apikal. Potongan kecil ini kemudian

22

ditanam di media perlakuan. Setiap botol kultur terdiri dari 3 eksplan. Botol kultur
yang telah ditanami diletakkan di rak dalam ruang kultur di bawah cahaya penuh.

Pemeliharaan

Pemeliharaan dilakukan dengan pengontrolan harian maupun mingguan.
Penyemprotan alcohol 70% dilakukan tiap minggu dan penggantian tutup botol
jika tutup botol yang lama telah rusak. Kondisi ruang kultur dipertahankan antara
20-22 ºC. Intensitas cahaya dipertahankan pada 500-750 lux dengan pencahayaan
selama 16 jam per hari.

Pengamatan

Pengamatan dilakukan selama 10 minggu. Pengamatan dilakukan setiap
hari maupun minggu. Peubah yang diamati antara lain:
1. Persentase eksplan kontaminasi diamati seminggu sekali hingga akhir
pengamatan.
2. Presentase kultur yang hidup diamati di akhir pengamatan.
3. Warna tanaman diamati di awal dan di akhir pengamatan.
4. Jumlah tunas diamati setiap minggu hingga akhir pengamatan.
5. Jumlah daun diamati setiap minggu hingga akhir pengamatan.
6. Jumlah akar diamati setiap minggu hingga akhir pengamatan.
7. Jumlah kantong diamati setiap minggu hingga akhir pengamatan.
8. Waktu inisiasi akar diamati setiap hari hingga akar pertama muncul.
9. Waktu inisiasi tunas diamati setiap hari hingga tunas pertama muncul.
10. Waktu inisiasi daun diamati setiap hari hingga daun pertama muncul.
11. Waktu inisiasi kantong diamati setiap hari hingga kantong pertama
muncul.

HASIL DAN PEMBAHASAN

Kondisi Umum

Eksplan tunas in vitro nepenthes yang digunakan dalam penelitian ini
berasal dari biji yang dikecambahkan di media ½ MS (setengah konsentrasi hara
makro dan mikro), eksplan tersebut telah berumur ± 1.5 tahun sejak
dikecambahkan (Gambar 9).

Gambar 9. Eksplan Nepenthes mirabilis yang digunakan dalam penelitian ini.
Kontaminasi pada kultur terjadi pada minggu kedua sebesar 0.8%,
meningkat pada minggu keempat sebesar 4.0 %. Tingkat kontaminasi tertinggi
terjadi pada minggu ketujuh sebesar 6.4%. Kontaminasi yang ditemukan selama
pengamatan yaitu kontaminasi cendawan dan bakteri. Kultur yang terkontaminasi
cendawan ditandai dengan adanya benang-benang hifa maupun spora cendawan
pada eksplan, botol kultur ataupun media, sedangkan eksplan yang terkontaminasi
bakteri ditandai dengan munculnya lendir pada eksplan maupun pada media.
Menurut Gunawan (1992), inisiasi kultur yang bebas kontaminasi merupakan
langkah yang sangat penting.
Kontaminan akan tumbuh dengan cepat pada media yang mengandung
gula, vitamin dan mineral bila faktor kontaminasi tidak dihilangkan. Eksplan
dapat mati akibat l

Dokumen yang terkait

Pengaruh Kombinasi NAA Dengan Sitokinin (BAP, Kinetin dan 2iP) Terhadap Daya Ploriferasi Tanaman Kantong Semar (Nepenthes mirabilis) Secara In Vitro.