Aktivitas dan Stabilitas Glukosa Dehidrogenase Escherichia coli yang Diimobilisasi pada Zeolit Cikembar

AKTIVITAS DAN STABILITAS
GLUKOSA DEHIDROGENASE Escherichia coli
YANG DIIMOBILISASI PADA ZEOLIT CIKEMBAR

YUANITA EKA TASWANDA

DEPARTEMEN KIMIA
FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
BOGOR
2013

PERNYATAAN MENGENAI SKRIPSI DAN SUMBER
INFORMASI SERTA PELIMPAHAN HAK CIPTA
Dengan ini saya menyatakan bahwa skripsi berjudul Aktivitas dan Stabilitas
Glukosa Dehidrogenase Escherichia coli yang Diimobilisasi pada Zeolit
Cikembar adalah karya saya dengan arahan dari komisi pembimbing dan belum
diajukan dalam bentuk apa pun kepada perguruan tinggi mana pun. Sumber
informasi yang berasal atau dikutip dari karya yang diterbitkan maupun tidak
diterbitkan dari penulis lain telah disebutkan dalam teks dan dicantumkan dalam
Daftar Pustaka di bagian akhir skripsi ini.

Dengan ini saya melimpahkan hak cipta dari karya tulis saya kepada Institut
Pertanian Bogor.

Bogor, Maret 2013
Yuanita Eka Taswanda
NIM G44104038

ABSTRAK
YUANITA EKA TASWANDA. Aktivitas dan Stabilitas Glukosa Dehidrogenase
Escherichia coli yang Diimobilisasi pada Zeolit Cikembar. Dibimbing oleh
DYAH ISWANTINI PRADONO, NOVIK NURHIDAYAT, dan TRIVADILA.
Kadar glukosa dalam darah dapat diukur dengan menggunakan biosensor
glukosa. Biosensor glukosa lazim menggunakan enzim glukosa dehidrogenase
(GDH) yang dihasilkan oleh mikrob sebagai sensor hayatinya. Pada penelitian ini,
metode elektrokimia digunakan untuk mengukur aktivitas dan stabilitas GDH sel
Escherichia coli ATCC25922 yang diimobilisasi pada zeolit alam Cikembar,
dalam pengembangan biosensor glukosa. Zeolit alam sebagai matriks imobilisasi
didapati meningkatkan aktivitas dan stabilitas GDH. Pengoptimuman aktivitas
GDH sel E. coli terimobilisasi dilakukan dengan rancangan percobaan metode
permukaan respons dan menghasilkan kondisi optimum pada suhu 30 oC, pH 7,

[glukosa] 20.2 mM, [PQQ] 4.1 µM, dan zeolit 250 mg. Aktivitas maksimum
diperoleh pada [glukosa] 60 mM, dan mengikuti persamaan Lineweaver-Burk
dengan nilai KM app 8.8 mM dan Imaks app 1.2 µA. Stabilitas aktivitas GDH sel E.
coli adalah 60−70% selama 24 jam. Berdasarkan hasil ini, zeolit alam Cikembar
dapat meningkatkan aktivitas dan stabilitas GDH sel E. coli, tetapi afinitas dan
stabilitasnya masih rendah atau belum maksimum.
Kata kunci: biosensor, Escherichia coli, glukosa, glukosa dehidrogenase, zeolit

ABSTRACT
YUANITA EKA TASWANDA. Activity and Stability of Glucose Dehydrogenase
from Escherichia coli Immobilized on Cikembar Zeolite. Supervised by DYAH
ISWANTINI PRADONO, NOVIK NURHIDAYAT, and TRIVADILA.
Glucose level in blood can be measured by using a glucose biosensor.
Glucose biosensor commonly utilize glucose dehydrogenase (GDH) produced by
microbes as the biological sensors. In this study, electrochemical method was
used to measure the activity and stability of GDH from Escherichia coli
ATCC25922 immobilized on Cikembar’s natural zeolite, in development of
glucose biosensor. Natural zeolite as immobilization matrix was found to increase
the activity and stability of the GDH. Optimization of immobilized E. coli cell’s
GDH activity was carried cut with response surface method experimental design

obtaining optimum conditions at 30 °C, pH 7, [glucose] 20.250 mM, [PQQ]
4.0686 μM, and 250 mg zeolite. Maximum GDH activity was obtained at
[glucose] 60 mM, following Lineweaver-Burk equation with the value of 8.8289
mM for KM app and 1.2020μA for Imax app. The stability and activity of E. coli cell’s
GDH was 60−70% for 24 hours. Base on these results, Cikembar’s natural zeolite
can increase the activity and stability of the E. coli cell’s GDH, but the affinity
and stability are still low or not maximum.
Key words: biosensor, Escherichia coli, glucose, glucose dehydrogenase, zeolite

AKTIVITAS DAN STABILITAS
GLUKOSA DEHIDROGENASE Escherichia coli
YANG DIIMOBILISASI PADA ZEOLIT CIKEMBAR

YUANITA EKA TASWANDA

Skripsi
sebagai salah satu syarat memperoleh gelar
Sarjana Sains
pada
Departemen Kimia

DEPARTEMEN KIMIA
FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
BOGOR
2013

Judul Skripsi : Aktivitas dan Stabilitas Glukosa Dehidrogenase Escherichia coli
yang Diimobilisasi pada Zeolit Cikembar
Nama
: Yuanita Eka Taswanda
NIM
: G44104038

Disetujui oleh

Prof Dr Dyah Iswantini Pradono, MScAgr
Pembimbing I

Dr Novik Nurhidayat

Pembimbing II

Trivadila, SSi, MSi
Pembimbing III

Diketahui oleh

Prof Dr Ir Tun Tedja Irawadi, MS
Ketua Departemen Kimia

Tanggal lulus:

PRAKATA
Puji dan syukur ke hadirat Allah SWT yang telah memberikan berkat
rahmat dan hidayah-Nya kepada penulis sehingga dapat menyusun dan
menyelesaikan karya tulis ini. Karya tulis ini disusun berdasarkan kegiatan
penelitian dengan judul Aktivitas dan Stabilitas Glukosa Dehidrogenase
Escherichia coli yang Diimobilisasi pada Zeolit Cikembar yang dilaksanakan
pada bulan Mei sampai dengan November 2012 di Laboratorium Kimia Fisik dan
Lingkungan dan Laboratorium Bersama Kimia, Departemen Kimia FMIPA IPB,

serta Laboratorium Genetika Mikrobiologi, Pusat Penelitian Biologi, Cibinong
Science Center.
Penulis mengucapkan terima kasih kepada Prof Dr Dyah Iswantini Pradono,
MScAgr, Dr Novik Nurhidayat, dan Trivadila SSi, MSi selaku pembimbing yang
telah memberikan bimbingan, arahan, dan waktu selama penelitian berlangsung.
Ucapan terima kasih juga penulis sampaikan kepada Ibu Ai dan Bapak Mail, staf
Laboratorium Kimia Fisik dan Lingkungan, Ibu Henny Purwaningsih selaku
Kepala Laboratorium Bersama Kimia, Bapak Wawan, dan Bapak Eko, staf
Laboratorium Bersama Kimia. Apresiasi juga penulis sampaikan kepada seluruh
staf dan karyawan Puslit Biologi LIPI Ibu Ratih, Ibu Neri, Ibu Erna, Bapak Acun,
dan Ibu Enok atas izin, bantuan dan kerja samanya selama penelitian berlangsung.
Penulis ucapkan terima kasih yang tulus kepada yang terhormat dan
tersayang Ibu T Herawati, Ayah Tata R Taswanda, dan adik tercinta Moch Zain
Nur Fazrie yang telah banyak memberikan dorongan moral dan material, doa
restu, kasih sayang, dan kepercayaannya dalam menyelesaikan studi, penelitian,
dan menyelesaikan karya tulis ini. Tak lupa penulis mengucapkan terima kasih
kepada keluarga besar H Mumu, Rizal, Liyonawati, Kak Dian, Lukman, Okik,
Dinie, Dwi Artha, dan Bapak Muammar serta semua rekan peneliti di
Laboratorium Kimia Fisik dan Lingkungan yang telah memberikan saran,
bantuan, dan dukungannya. Penulis berharap semoga karya tulis ini dapat

bermanfaat bagi penulis khususnya dan pembaca umumnya.

Bogor, Maret 2013
Yuanita Eka Taswanda

DAFTAR ISI

DAFTAR GAMBAR
DAFTAR LAMPIRAN
PENDAHULUAN
TINJAUAN PUSTAKA
Biosensor Glukosa
Glukosa Dehidrogenase
Escherichia coli
Zeolit
Imobilisasi Enzim
Metode Elektrokimia
BAHAN DAN METODE
Bahan dan Alat
Lingkup Penelitian

Penyiapan Media
Peremajaan Isolat Bakteri E. coli
Pembuatan Elektrode Pasta Karbon
Aktivasi Zeolit
Imobilisasi GDH Sel E. coli
Penentuan Aktivitas Optimum GDH Sel E. coli
Penentuan Parameter Kinetika
Pengukuran Stabilitas Aktivitas GDH Sel E. coli
HASIL DAN PEMBAHASAN
Aktivitas Optimum GDH Sel E. coli Terimobilisasi
Kinetika Enzim GDH Sel E. coli Terimobilisasi
Stabilitas Aktivitas GDH Sel E. coli Terimobilisasi
SIMPULAN DAN SARAN
DAFTAR PUSTAKA
LAMPIRAN
RIWAYAT HIDUP

vii
vii
1

2
2
3
3
4
5
5
6
6
6
6
7
7
7
7
7
8
8
9
9

10
13
14
15
17
23

vii

vi

DAFTAR GAMBAR

1 Skema proses biosensor
2 Biosensor glukosa darah
3 Struktur PQQ
4 Bakteri Escherichia coli
5 Struktur bangun primer zeolit
6 Struktur mordenit
7 Voltamogram siklik

8 Oksidasi glukosa dengan katalis GDH dan mediator Qo
9 Alur kontur optimisasi aktivitas GDH sel E. coli terimobilisasi
10 Hubungan dan kisaran linear konsentrasi glukosa dengan aktivitas GDH
sel E. coli
11 Kurva Lineweaver-Burk GDH sel E. coli terimobilisasi
12 Kestabilan aktivitas GDH sel E. coli pada suhu ruang dan 4 ºC

2
3
3
4
4
5
9
9
11
12
12
14

DAFTAR LAMPIRAN

1
2
3
4
5
6
7

Bagan alir umum penelitian
Optimisasi aktivitas GDH sel E. coli terimobilisasi
Aktivitas GDH E. coli pada berbagai konsentrasi substrat
Kinetika enzim GDH E. coli terimobilisasi dengan zeolit
Kinetika enzim GDH E. coli terimobilisasi tanpa zeolit
Stabilitas aktivitas enzim GDH E. coli terimobilisasi pada suhu kamar
Stabilitas aktivitas enzim GDH E. coli terimobilisasi pada suhu 4 ºC

17
18
19
20
21
22
22

1

PENDAHULUAN
Penyakit diabetes melitus (DM) dapat disebabkan oleh menurunnya
produksi hormon insulin oleh kelenjar pankreas sehingga kadar glukosa di dalam
tubuh meningkat melebihi batas normal (Sari 2007). Kadar glukosa dalam darah
dapat diukur menggunakan biosensor glukosa yang sebagian besar menggunakan
enzim sebagai sensornya. Biosensor adalah sensor yang menggabungkan senyawa
hayati dengan transduser dan mengubah isyarat menjadi luaran yang terukur
(Wang et al. 2007).
Sensor enzim memiliki kestabilan aktivitas yang rendah karena enzim
mudah didegradasi atau dinonaktifkan oleh suhu dan pH. Selain itu, harganya
mahal. Sensor mikrob penghasil enzim dapat dijadikan alternatif untuk mengatasi
kelemahan tersebut. Menurut Iswantini et al. (2011), sensor mikrob lebih efektif
karena tidak memerlukan tahap isolasi dan pemurnian enzim aktif. Selain itu,
sensor mikrob lebih tahan lama karena enzim yang dihasilkan terlindungi di dalam
sel mikrob dan enzim baru dapat terus dihasilkan. Sel mikrob yang digunakan
juga dapat memanfaatkan keanekaragaman mikrob penghasil enzim Indonesia.
Enzim glukosa oksidase (GOD) lazim digunakan dalam biosensor glukosa,
tetapi reaksi enzimatiknya sangat dipengaruhi oleh kadar oksigen dalam darah.
Sebaliknya, reaksi enzimatik glukosa dehidrogenase (GDH) tidak bergantung
pada kadar oksigen (Hiratsuka et al. 2008). Pirolokuinolina kuinon glukosa
dehidrogenase (PQQGDH) merupakan bentuk enzim yang aktif karena
penambahan PQQ dari luar sebagai gugus prostetik enzim GDH (Witarto 2007).
Menurut Trivadila (2006), enzim GDH dapat dihasilkan dari bakteri gram negatif
seperti Escherichia coli KRGL yang aktivitasnya secara in vivo lebih besar
daripada Bacillus subtilis KRGS.
Pengukuran glukosa dapat dilakukan dengan metode spektrofotometri. Akan
tetapi, metode ini mahal karena menggunakan berbagai pereaksi dalam jumlah
banyak, waktu preparasinya lama, dan kurang peka karena pengujian contoh
dipengaruhi oleh kekeruhan akibat konsentrasi yang tinggi. Dengan metode
elektrokimia, pengukuran lebih sensitif, selektif, dan efektif (Campanella et al.
2004). Iswantini et al. (2011) melaporkan E. coli sebagai bakteri yang paling
berpotensi untuk dikembangkan sebagai biosensor glukosa di Indonesia karena
secara elektrokimia, E. coli yang diimobilisasi di atas permukaan elektrode pasta
karbon (EPK) dapat mendeteksi konsentrasi glukosa hingga 20 mM.
Teknik imobilisasi mikrob penghasil enzim digunakan dalam mengatasi
masih kurang stabilnya biosensor. Dengan teknik ini, sel mikrob dijaga agar tidak
lepas akibat pencucian dan akan memiliki daya tahan hidup yang lebih lama
sehingga dapat meningkatkan stabilitas biosensor. Selain itu, aktivitas katalitik
molekul enzim pada permukaan matriks imobilisasi dapat dipertahankan untuk
jangka waktu tertentu. Menurut Nazaruddin (2007), biopolimer dan polimer
sintetik dapat digunakan sebagai matriks imobilisasi, tetapi stabilitas kimia dan
mekaniknya masih rendah. Bahan anorganik seperti liat, alumina berpori, dan
silika (Bhatia et al. 2000), serta zeolit juga dapat digunakan. Penggunaan zeolit
sebagai matriks pengimobilisasi telah banyak dilaporkan antara lain oleh Dai et al.
(2004), Balal et al.(2009), Goriushkina et al. (2010), Saiapina et al. (2011), dan
Weniarti (2011).

2

Zeolit alam merupakan senyawa alumina silikat terhidrasi yang secara fisik
dan kimia mempunyai kemampuan sebagai penjerap, penukar kation, dan katalis.
Menurut Valdes et al. (2006) zeolit stabil pada suhu tinggi, tahan terhadap pelarut
organik, dan keras sehingga lebih stabil terhadap tekanan mekanik dan enzim
yang terjerap akan lebih stabil. Rangka dan pori dari struktur zeolit yang seragam
menyebabkan selektivitas dan keterulangan yang dihasilkan tinggi. Herawati
(2012) menggunakan zeolit alam Bayah sebagai pengimobilisasi untuk biosensor
glukosa dan memberikan aktivitas yang cukup baik. Keberadaan zeolit alam di
Indonesia sangat melimpah dan pemanfaatannya masih perlu dioptimalkan. Zeolit
alam Cikembar dari Sukabumi belum banyak dilaporkan penggunaannya, maka
pada penelitian ini dipilih sebagai pengimobilisasi sel E. coli ATCC25922
penghasil enzim GDH pada permukaan EPK. Aktivitas serta stabilitas enzim
GDH yang dihasilkan oleh sel yang diimobilisasi juga ditentukan.

TINJAUAN PUSTAKA
Biosensor Glukosa
Biosensor (Gambar 1) merupakan perangkat sensor yang menggabungkan
senyawa hayati dengan tranduser, terdiri atas 3 bagian utama. Bagian pertama
adalah unsur hayati berupa enzim, organel, jaringan, antibodi, mikroorganisme,
atau DNA, yang terimobilisasi pada transduser. Bagian kedua adalah transduser
atau elemen detektor, bekerja secara fisikokimia. Prosesnya dapat berupa
kalorimetri, potensiometri, atau amperometri. Bagian ketiga adalah sistem
elektronik pemroses isyarat yang keluar dari tranduser (Gunawan 2010).
transduser
pemroses isyarat

penguat suara

pemroses data

matriks sampel senyawa hayati

Gambar 1 Skema proses biosensor (Borgmann et al. 2011)
Senyawa aktif hayati berinteraksi dengan molekul sasaran menghasilkan
besaran fisis seperti panas, arus listrik, atau potensial listrik. Transduser akan
memantau dan mengolahnya menjadi isyarat yang dapat dimengerti. Biosensor
dalam perkembangannya mempunyai 3 generasi. Generasi pertama ialah
biosensor berbasis oksigen, generasi kedua biosensor berkembang lebih spesifik
dan melibatkan mediator, dan generasi ketiga merupakan biosensor berbasis
tandem enzim (Gunawan 2010).
Biosensor glukosa pertama kali dikembangkan oleh Leland Clark, ahli
fisiologi dan biokimia dari Amerika Serikat, menggunakan enzim GOD dari jamur
Aspergillus niger yang bereaksi spesifik dengan glukosa (Clark 1956, diacu dalam

3

Turner 1996) dengan menggunakan transduser elektrokimia sebagai sensor secara
amperometri. Namun, menurut Witarto (2007), enzim GOD dapat menghasilkan
kadar glukosa darah yang berbeda-beda akibat kadar oksigen terlarut. Hal tersebut
mendorong penggantian enzim GOD dengan enzim GDH yang aktivitasnya tidak
dipengaruhi oleh kadar oksigen, dan dapat dihasilkan dari bakteri gram negatif.
Penelitian terkait biosensor glukosa dengan menggunakan mikrob sebagai
biokatalis telah dilaporkan oleh Ikeda et al. (2001) dan Iswantini et al. (2011).
Salah satu alat pengukur glukosa darah komersial ditunjukkan pada Gambar 2.

Gambar 2 Biosensor glukosa darah

Glukosa Dehidrogenase
Glukosa dehidrogenase (GDH) bekerja mengoksidasi glukosa membentuk
asam glukonat secara langsung tanpa menggunakan oksigen sebagai akseptor
elektron. GDH termasuk kuinoprotein yang menggunakan PQQ (Gambar 3)
sebagai gugus prostetik dan ion Mg2+ atau Ca2+ sebagai pengaktif, serta
ditemukan pada berbagai bakteri gram negatif. Acinetobacter calcoaceticus
memiliki 2 jenis PQQGDH, yaitu soluble dan membrane-bound PQQGDH
(Yoshida et al. 1999). Bakteri E. coli hanya memiliki mGDH dalam bentuk
apoenzim (tidak aktif), tetapi tidak dapat menyintesis PQQ. Dibutuhkan PQQ dari
lingkungan untuk mengubah apo-GDH menjadi holo-GDH. Bentuk PQQGDH
digunakan sebagai enzim aktif.

Gambar 3 Struktur PQQ

Escherichia coli
Taksonomi bakteri E. coli adalah kerajaan Bacteria, filum Proteobacteria,
kelas Gamma proteobacteria, ordo Enterobacteriales, famili Enterobacteriaceae,
genus Escherichia, dan spesies E. coli. Bakteri E. coli (Gambar 4) ditemukan oleh
Theodor Escherich, tergolong kelompok gram negatif, berbentuk batang dari

4

pendek sampai kokus, saling terlepas satu sama lain atau bergandeng dua-dua
(diplobasil) atau membentuk rantai pendek, tidak membentuk spora maupun
kapsul, dan berdiameter ± 1.1−1.5 x 2,0–6,0µm. Bakteri ini bertahan hidup di
medium sederhana dan memfermentasikan laktosa menghasilkan asam dan gas
dalam kondisi anaerob.

Gambar 4 Bakteri Escherichia coli (Shofyan 2010)
Bakteri E. coli berkembang biak setiap 20 menit jika faktor media, derajat
keasaman, dan suhu sesuai. Suhu optimum pertumbuhan 37 ºC, maka dapat hidup
dalam tubuh manusia seperti usus besar dan juga dalam vertebrata lainnya
(Shofyan 2010). Sel E. coli dipilih karena pertumbuhannya sangat cepat dan
mudah dalam penanganannya. Menurut Iswantini et al. (2011), bakteri E. coli
telah banyak digunakan dalam pengembangan biosensor glukosa karena batas
deteksinya sebanding dengan enzim murni. Metode ini juga lebih murah karena
tidak memerlukan proses isolasi dan pemurnian enzim aktif.

Zeolit
Istilah zeolit berasal dari bahasa Yunani zein berarti membuih dan lithos
berarti batu. Zeolit terdiri atas 3 komponen, yaitu kation yang dipertukarkan,
kerangka aluminosilikat, dan fase air yang mengandung kation alkali dan alkali
tanah. Zeolit (Gambar 5), memiliki struktur kompleks berupa kerangka 3 dimensi
SiO44- dan AlO45- dengan geometri tetrahedral, yang saling dihubungkan oleh
pembagian bersama ion oksigen membentuk rongga-rongga intrakristalin dan
saluran-saluran yang teratur (Widianti 2006).

Gambar 5 Struktur bangun primer zeolit (Widianti 2006)
Zeolit alam terbentuk karena zeolitasi atau proses perubahan alami batuan
vulkanik tuf. Zeolit alam di Indonesia tersebar di beberapa daerah seperti Bayah,
Banten, Cikalong, Tasikmalaya, Cikembar, dan Lampung. Struktur kerangka
zeolit yang berpori memungkinkan anion atau molekul yang berukuran lebih kecil

5

atau sama dengan rongga dapat masuk dan terjebak. Zeolit memiliki sifat sebagai
penukar kation, adsorben, katalis, penyaring, dan dehidrator (Widianti 2006).
Zeolit yang digunakan pada penelitian ini berasal dari Cikembar Sukabumi,
tergolong jenis mordenit dengan kandungan silikon tinggi berdasarkan hasil
analisis difraksi sinar-X (Hasanah 2012). Struktur penyusun mordenit ialah
Na8(Al8Si40O96)·24H2O yang berbentuk ortorombik (Gambar 6) dengan pori kecil
dan nilai kapasitas tukar kation 56.76 mek/100g.

Gambar 6 Struktur mordenit (Hasanah 2012)

Imobilisasi Enzim
Enzim yang terimobilisasi secara fisis maupun kimia menjadi tidak bebas
bergerak sehingga waktu kontak dengan substrat dapat dikendalikan. Imobilisasi
secara fisis tidak melibatkan pembentukan ikatan kovalen, sedangkan pada
imobilisasi secara kimia, sedikitnya 1 ikatan kovalen terbentuk antara 2 atau lebih
residu dari enzim yang sejenis. Enzim redoks banyak digunakan dalam biosensor
elektrokimia karena enzim ini dapat menghasilkan atau menggunakan elektron
dalam mengatalisis pengubahan substrat menjadi produk; elektron ini yang akan
dideteksi (Grieshaber et al. 2008). Permasalahan penggunaan enzim dalam
biosensor seperti pemulihan enzim, stabilitas enzim, selektivitas enzim, dan
pelemahan inhibisi oleh medium atau produk, dapat diatasi dengan
mengimobilisasi enzim pada material tertentu. Imobilisasi enzim dapat
meningkatkan selektivitas substrat dan laju regenerasi pusat aktif. Selain itu,
enzim dapat digunakan dan diolah kembali sehingga biaya lebih murah, desain
menjadi sederhana karena tidak membutuhkan reaktor, dan reaksi dapat
dikendalikan (Mateo et al. 2007).

Metode Elektrokimia
Metode elektrokimia merupakan salah satu transduser yang digunakan
dalam biosensor berdasarkan hubungan antara reaksi kimia dan aliran listrik.
Teknik voltametri merupakan salah satu teknik analisis elektrokimia yang
mengukur arus sebagai fungsi potensial. Hasil pengukuran divisualisasikan dalam
bentuk voltamogram, dan memiliki sensitivitas yang tinggi untuk rentang
konsentrasi yang besar. Sel voltametri terdiri atas 3 elektrode. (1) Elektrode kerja
adalah tempat terjadinya reaksi oksidasi dan reduksi analit bergantung pada
potensial yang diberikan, seperti elektrode emas, platinum, raksa, dan karbon. (2)
Elektrode pembanding memiliki potensial yang telah diketahui seperti elektrode

6

Ag/AgCl. (3) Elektrode bantu berfungsi mengalirkan arus untuk memperkecil
galat dan mengatur potensial elektrode kerja, seperti elektrode platinum atau grafit
(Hattu 2009). Biosensor elektrokimia telah digunakan untuk memantau
pembentukan holo-GDH dari apo-GDH sel E. coli secara in vivo dengan
penambahan gugus prostetik PQQ (Ikeda et al. 2001), menentukan aktivitas GDH
sel E. coli K-12 (Iswantini et al. 2011), studi kinetika dan termodinamika aktivasi
kuinoprotein apo-GDH secara in vivo dan aktivitas katalitik holo-GDH sel E. coli
(Iswantini et al. 2000), serta mempelajari E. coli serta aplikasinya pada metode
amperometri sebagai sensor glukosa dengan mediator 2,3-dimetoksi-5-metil-1,4benzokuinon (Q0).

BAHAN DAN METODE
Bahan dan Alat
Bahan yang digunakan antara lain zeolit alam dari Cikembar Indonesia,
mikrob sel E. coli ATCC25922 dari koleksi LIPI Mikrobiologi, poli (vinil
alkohol), AgNO3, tripton, ekstrak khamir, agar nutrien, MgSO4, glukosa, PQQ,
Q0, DMSO, bufer fosfat, grafit, parafin cair, membran dialisis, jaring nilon,
saringan 100 mesh, dan gas N2.
Peralatan yang digunakan antara lain potensiostat-galvanostat eDAQ yang
dilengkapi perangkat lunak Echem v2.1., elektrode Ag/AgCl, elektrode pasta
karbon, platinum, sel elektrokimia, laminar air flow, inkubator, oven, autoklaf,
oven, tanur, high speed refrigated centrifuge Kubota 6500, pengaduk magnet,
pelat pemanas, mikropipet, dan alat-alat kaca.

Lingkup Penelitian
Penelitian dilakukan dalam beberapa tahap (Lampiran 1). Sampel disiapkan
dan sel E. coli diimobilisasi. Aktivitas optimum GDH E. coli terimobilisasi
ditentukan berdasarkan parameter pH, suhu, konsentrasi glukosa, konsentrasi
PQQ, dan komposisi zeolit. Selanjutnya parameter kinetika ditentukan dan
stabilitas aktivitas GDH E. coli diukur menggunakan metode elektrokimia.

Penyiapan Media
Media Luria broth (LB) agar miring dibuat dengan mencampurkan 10 g
tripton dengan 5 g ekstrak khamir, 5 g NaCl, dan 15 g agar, dilarutkan dengan
akuades sampai volumenya 1 L. Media dipanaskan sampai mencair dan larut
secara homogen, lalu ± 6 mL dituangkan ke dalam tabung reaksi yang berbeda.
Tabung reaksi ditutup sumbat dan disterilisasi dalam autoklaf selama kurang lebih
2 jam. Setelah itu, diletakkan pada rak miring sampai dingin dan memadat. Media
LB cair sama cara pembuatannya, tetapi tanpa penambahan agar dan tidak
diletakkan pada rak miring (Marlina 2008).

7

Peremajaan Isolat Bakteri E. coli
Bakteri E. coli ditumbuhkan di media LB agar miring, diinkubasi selama 1
hari pada suhu 37 ºC. Bakteri yang tumbuh ditanam ke dalam 6 mL media LB cair
sebagai starter, lalu diinkubasi sampai mencapai nilai OD610=0.9. Setelah itu, ½
mL starter diinokulasi ke dalam 50 mL media LB cair dan diinkubasi selama 1
hari pada suhu 37 ºC. Sel bakteri dipanen dengan cara disentrifugasi pada
kecepatan 10 000 rpm selama 5 menit. Pelet dipisahkan dari supernatan, dicuci 2
kali dengan air, dan disuspensikan dengan NaCl 0.85%.

Pembuatan Elektrode Pasta Karbon
Grafit dicampur dengan parafin cair dengan nisbah 2:1 hingga membentuk
pasta kemudian dimasukkan ke dalam badan elektrode sampai memadat ke
permukaan. Permukaan elektrode dihaluskan dan dibersihkan dengan ampelas dan
kertas minyak.

Aktivasi Zeolit
Sebanyak 50 g zeolit dicuci dengan akuades sampai pH 7, disaring, dan
dikeringkan dalam oven pada suhu 105 ºC. Zeolit lalu diaktivasi dengan
menambahkan 250 mL HCl 3 M, diaduk selama 1 jam. Setelah itu, disaring dan
dicuci dengan akuades sampai pH 7. Filtrat diuji kandungan klorin dengan
AgNO3, zeolit dicuci kembali dengan akuades sampai tidak mengandung klorin.
Setelah netral dan bebas klorin, zeolit dikeringkan pada suhu 300 ºC selama 3 jam
kemudian dihaluskan dan diayak dengan ayakan 100 mesh (Arif 2011).

Imobilisasi GDH Sel E. coli
Metode ini dilakukan dengan memodifikasi metode Dai et al. (2004). Zeolit
dengan bobot 250, 200, 100, 50, 25, dan 10 mg ditambahkan ke dalam 10 mL
akuades. Seratus µL suspensi ini dicampur dengan 5 µL larutan PVA 3%. Koloid
zeolit yang dihasilkan dicampur dengan suspensi sel E. coli dalam NaCl 0.85%,
masing-masing 10 µL, lalu didiamkan selama 24 jam pada suhu 4 ºC. Sel
terimobilisasi diteteskan sebanyak 10 µL pada permukaan EPK, lalu didiamkan
hingga pelarutnya menguap. Permukaan EPK kemudian dilapisi dengan membran
dialisis, ditutup dengan jaring nilon, dan diikat dengan parafilm. Elektrode
direndam dalam larutan garam (NaCl fisiologis) pada suhu 4 ºC ketika belum
digunakan.

Penentuan Aktivitas Optimum GDH Sel E. coli
Pengukuran secara voltametri siklik dilakukan menggunakan alat
potensiostat-galvanostat eDAQ dan komputer, dilengkapi perangkat lunak Echem

8

v2.1. pengolah data Compac. Elektrode yang digunakan ialah elektrode
pembanding Ag/AgCl, elektrode pembantu platinum, dan elektrode kerja pasta
karbon-sel bakteri terimobilisasi. Parameter pengukuran dibuat berdasarkan hasil
screening dengan Mode: Cyclic, Initial E: -400mV, Final E: -400mV,
Rate:250mV/s, Step W: 20ms, Upper E: 600mV, Lower: -400mV, Range: 5V.
Satu mL larutan bufer fosfat dimasukkan ke dalam sel elektrokimia dan
ketiga elektrode dimasukkan sampai tercelup. Larutan diaerasi aliran gas N2
selama kurang lebih 1 menit sebelum pengukuran. Puncak arus anode yang
terbentuk diamati sebagai blangko. Selanjutnya 100 µL Qo 5 mM, glukosa, PQQ,
dan MgSO4 10 mM berturut-turut ditambahkan, diaduk sampai homogen, dan
perubahan yang terjadi pada profil voltamogram yang dihasilkan diamati.
Optimisasi yang dilakukan melalui parameter suhu reaksi (25−40) ºC, pH
(6−9), konsentrasi glukosa (0.5−40) mM, konsentrasi PQQ (0.1−6) µM, dan
komposisi zeolit (10−250) mg. Metode permukaan respons (RSM) digunakan
sebagai rancangan percobaan untuk analisis aktivitas GDH optimum. Metode ini
dilakukan dengan cara memasukkan kombinasi faktor-faktor peubah bebas pada
perangkat lunak statistik Minitab.

Penentuan Parameter Kinetika
Parameter kinetika ditentukan pada kondisi optimum dengan mengukur
aktivitas GDH E. coli pada berbagai konsentrasi glukosa (5−70 mM). Penentuan
dilakukan dengan persamaan Michaelis Menten:
 
Imaks app, yaitu respons arus maksimum yang terukur (apparent) dan KMapp, yaitu
tetapan Michaelis-Menten (apparent) merupakan parameter kinetika yang
ditentukan, diperoleh dari bentuk linear persamaan Michaelis-Menten, yaitu alur
Lineweaver-Burk, Eadie-Hofstee, dan Hanes (Trivadila 2011).

Pengukuran Stabilitas Aktivitas GDH Sel E. coli
Stabilitas aktivitas enzim GDH juga ditentukan pada kondisi optimum. EPK
yang telah diimobilisasi bakteri dengan dan tanpa matriks zeolit disimpan pada
suhu ruang dan 4 ºC. Aktivitas yang diperoleh pada awal pengukuran dianggap
100%, lalu diukur setiap 2 jam hingga 24 jam.
Aktivitas GDH (%) =

× 100%

9

HASIL DAN PEMBAHASAN
Aktivitas Optimum GDH Sel E. coli Terimobilisasi

I (A)

Berdasarkan voltamogram siklik yang dihasilkan (Gambar 7), tidak
terbentuk puncak oksidasi maupun reduksi saat penambahan bufer yang
menandakan tidak ada aktivitas GDH sel E. coli. Penambahan Q0 menghasilkan
puncak katode yang signifikan, sedangkan penambahan glukosa menghasilkan
puncak anode yang tidak terlalu signifikan. Menurut Iswantini et al. (2011), hal
tersebut disebabkan reaksi oksidasi glukosa belum berlangsung karena enzim
GDH masih dalam keadaan inaktif (apo-GDH). Penambahan gugus protestik PQQ
dan zat pengaktif MgSO4 meningkatkan puncak anode tersebut karena enzim
GDH telah berubah menjadi keadaan aktif (holo-GDH).

E (V)

Gambar 7 Voltamogram siklik.
dan
MgSO4

bufer fosfat,

Qo,

glukosa,

PQQ,

Oksidasi glukosa menjadi asam glukonat disebabkan oleh pengambilan
atom H dari glukosa oleh enzim GDH sebagai katalis oksidoreduktase yang
spesifik terhadap substrat glukosa. Elektron yang dilepaskan akan ditangkap oleh
Q0 sebagai mediator yang akan teroksidasi kembali dengan melepaskan elektron
dan akan terbaca sebagai arus (Gambar 8). Oleh karena itu, perubahan arus yang
terukur dari hasil reaksi oksidasi dapat menunjukkan aktivitas GDH sel E. coli.

Gambar 8 Oksidasi glukosa dengan katalis GDH dan mediator Q0
(Ikeda et al. 2001)

10

Hasil optimisasi (Lampiran 2) dianalisis menggunakan metode RSM pada
perangkat lunak statistik Minitab. Respons hasil optimisasi aktivitas GDH sel E.
coli terimobilisasi digambarkan dalam bentuk alur kontur hubungan antara
berbagai faktor (Gambar 9). Respons aktivitas optimum ditandai dengan daerah
hijau gelap yang menunjukkan puncak arus oksidasi. Kondisi optimum dianalisis
lebih lanjut dengan cara nilai Hold Values pada alur kontur digunakan sebagai
Starting Value pada Response Optimizer. Aktivitas optimum GDH sel E. coli
terimobilisasi diperoleh pada suhu 30 ºC, pH 7, [glukosa] 20.3 mM, [PQQ] 4.1
µM, dan zeolit 250 mg. Nilai optimum sebagian besar diperoleh pada nilai tengah
dari kisaran nilai parameter yang dioptimumkan, tetapi ada pula yang tidak.
Hasil penelitian ini tidak berbeda jauh dengan hasil penelitian Iswantini et
al. (2011), dengan kondisi optimum pada pH 6.5, [PQQ] 4.6 µM, dan [glukosa]
20 mM. Arslan et al. (2011), memperoleh kondisi optimum pada suhu ruang dan
pH 7.5 saat film polianilina-poli(vinil sulfonat) digunakan sebagai matriks
imobilisasi untuk biosensor glukosa. Herawati (2012) dan Gia (2012) yang
mengimobilisasi GDH sel E. coli dengan zeolit jenis klinoptilolit memperoleh
kondisi optimum yang sama pada suhu 30 ºC, pH 6, dan [glukosa] 15 mM. Akan
tetapi, kondisi optimum berbeda pada [PQQ], berturut-turut 3.1 dan 3.5 μM, serta
zeolit 137.5 dan 150 mg. Perbedaan nilai yang tidak terlalu jauh tersebut dapat
disebabkan oleh perbedaan proses imobilisasi dan matriks imobilisasi yang
digunakan. Gia (2012) menambahkan glutaraldehida ke dalam matriks
pengimobilisasi. Sumber enzim juga berpengaruh pada kondisi optimum aktivitas
GDH. Sel E. coli memiliki suhu pertumbuhan optimum 37 ºC maka aktivitas
GDH juga akan optimum di sekitar suhu tersebut. Selain itu, pH dan suhu
memiliki pengaruh dalam menentukan arus puncak optimum aktivitas GDH sel E.
coli. Menurut Trivadila (2011), pergeseran pH terjadi karena enzim diimobilisasi
pada matriks yang memiliki perbedaan muatan, sedangkan menurut Bisswanger
(2008), pergeseran suhu disebabkan oleh ketidakhomogenan imobilisasi enzim.

Kinetika Enzim GDH Sel E. coli Terimobilisasi
Kinetika enzim menunjukkan kespesifikan enzim terhadap substrat yang
diikatnya. Aktivitas GDH diukur dengan variasi konsentrasi glukosa 50−70 mM
(Gambar 10a dan Lampiran 3). Pengukuran dilakukan pada kondisi optimum dan
suhu ruang, sesuai dengan aplikasi biosensor glukosa. Kisaran linear aktivitas
GDH E. coli terhadap konsentrasi glukosa ditentukan (Gambar 10b) dan
berhubungan dengan kepekaan biosensor glukosa yang dihasilkan. Peningkatan
konsentrasi substrat meningkatkan aktivitas GDH E. coli secara linear pada
rentang konsentrasi substrat yang cukup lebar, yaitu 5−60 mM, dengan maupun
tanpa matriks zeolit. Nilai R2 GDH sel E. coli yang diimobilisasi zeolit lebih
tinggi, yaitu 96.01%, artinya penambahan zeolit berpotensi memberikan hasil
pengukuran yang lebih tepat. Kisaran linearitas Herawati (2012) dan Gia (2012)
ialah 0−50 mM, lebih sempit dibandingkan dengan hasil penelitian ini.

11

(a)

(b)

(c)

(d)

(e)

(f)

(g)

(h)

(j)
(i)
Gambar 9 Alur kontur optimisasi aktivitas GDH sel E. coli terimobilisasi:
hubungan antara pH dan suhu (a), [glukosa] dan suhu (b), [PQQ] dan
suhu (c), komposisi zeolit dan suhu (d), [glukosa] dan pH (e), [PQQ]
dan pH (f), komposisi zeolit dan pH (g), [PQQ] dan [glukosa] (h),
komposisi zeolit dan [glukosa] (i), dan komposisi zeolit dan [PQQ] (j)

12

(a)

(b)

Gambar 10 Hubungan (a) dan kisaran linear (b) dan kisaran linear konsentrasi
glukosa dengan aktivitas GDH sel E. coli.
dengan zeolit,
tanpa zeolit
Penambahan konsentrasi substrat lebih tinggi dari pada konsentrasi substrat
maksimum sangat menurunkan aktivitas GDH sel E. coli terimobilisasi dengan
maupun tanpa zeolit. Hal ini disebabkan substrat yang lebih banyak lagi akan
menghambat aktivitas enzim GDH E. coli. Menurut Bisswanger (2008), ketika
konsentrasi substrat masih rendah, di bawah 60 mM pada penelitian ini, belum
semua tapak aktif enzim GDH mengikat substrat. Di atas 60 mM, semua tapak
aktif GDH telah mengikat substrat. Aktivitas GDH E. coli mencapai maksimum
dan penambahan konsentrasi glukosa lebih tinggi tidak lagi berpengaruh terhadap
laju reaksi atau aktivitas GDH. Dengan kata lain, enzim GDH telah bekerja pada
kapasitas penuh.
Parameter kinetika enzim GDH E. coli terimobilisasi yang meliputi KMapp
dan Vmaks app (dianalogikan dengan arus maksimum nyata [Imaks app]) ditentukan
berdasarkan 3 metode, yaitu Lineweaver-Burk, Hanes, dan Eadie-Hofstee
(Lampiran 4 dan 5). Linearitas terbaik diperoleh dengan kinetika LineweaverBurk (Gambar 11), walaupun nilainya masih kurang dari 0.9999.

Gambar 11 Kurva Lineweaver-Burk GDH sel E. coli terimobilisasi.
dengan zeolit, tanpa zeolit

13

Berdasarkan persamaan kurva Lineweaver-Burk, nilai KMapp GDH E. coli
yang diimobilisasi dengan zeolit (8.8 mM) lebih kecil, sedangkan nilai Imaks appnya (1.2 µA) lebih besar dibandingkan dengan tanpa zeolit (berturut-turut 11.9
mM dan 0.8 µA). Nilai KMapp menunjukkan afinitas atau daya ikat enzim GDH E.
coli terhadap substrat glukosa. Jadi, GDH E. coli yang diimobilisasi dengan zeolit
lebih tinggi afinitasnya atau enzim semakin kuat mengikat substrat sehingga
hanya diperlukan sedikit substrat saja untuk menjenuhkannya. Nilai Imaks app di sisi
lain menunjukkan laju reaksi katalitik oksidasi glukosa oleh GDH E. coli. Artinya,
saat diimobilisasi zeolit, reaksi katalitik enzim lebih cepat. Arslan et al. (2011)
memperoleh nilai KMapp yang lebih kecil (0.2 mM), sedangkan Herawati (2012)
dan Gia (2012) mendapatkan berturut-turut 1 dan 2.7 mM dengan R2 lebih baik,
yaitu 95.60% dan 93.28%. Perbedaan ini dapat disebabkan oleh perbedaan jenis
matriks imobilisasi yang digunakan. Berdasarkan parameter kinetika yang
diperoleh, zeolit alam Cikembar berpotensi sebagai material pendukung untuk
biosensor glukosa berbasis E. coli, tetapi afinitas yang dihasilkan masih rendah
atau belum maksimum.

Stabilitas Aktivitas GDH sel E. coli Terimobilisasi
Bakteri E. coli memiliki dinding sel yang tipis dengan kandungan
peptidoglikan sedikit sehingga protein periplasma, termasuk enzim GDH banyak
dihasilkan dan dapat langsung digunakan serta ditentukan aktivitasnya tanpa
memecah dinding sel E. coli terlebih dahulu. Namun, enzim yang dihasilkan dapat
dipengaruhi oleh pH dan suhu yang menyebabkan enzim terdenaturasi. Material
pengimobilisasi seperti zeolit diharapkan dapat menjaga kestabilan enzim GDH E.
coli dalam pori zeolit. Selain itu, muatan yang terdapat dalam zeolit akan
membantu meningkatkan transfer elektron sehingga meningkatkan arus yang
dihasilkan. Menurut Dai et al. (2004), partikel zeolit tidak merusak struktur dan
lingkungan enzim dan menurut Balal et al. (2009), penggunaan zeolit sebagai
pemodifikasi EPK dapat meningkatkan puncak oksidasi dan reduksi.
EPK yang telah diimobilisasi dengan sel E. coli dengan dan tanpa zeolit
dibandingkan stabilitasnya ketika disimpan pada suhu kamar dan pada suhu 4 ºC,
yaitu kondisi penyimpanan saat tidak digunakan dengan direndam dalam larutan
NaCl 0.85%, keadaan yang sama dengan lingkungan sel E. coli. Kestabilan
aktivitas GDH E. coli diamati dari puncak anode yang dihasilkan selama 24 jam
setiap 2 jam.
Stabilitas aktivitas GDH sel E. coli pada jam ke-0 dianggap 100%. Setelah 2
jam, aktivitas GDH pada elektrode yang disimpan di suhu ruang turun menjadi
85.5% (tanpa zeolit) dan 73.8% (dengan zeolit) (Lampiran 6). Penurunan aktivitas
ini diperlambat pada suhu 4 ºC, menjadi berturut-turut 89.7% dan 78% (Lampiran
7). Setelah jam ke-2, aktivitas GDH E. coli pada suhu ruang cenderung stabil
hingga di jam ke-18 (dengan zeolit) dan jam ke-16 (tanpa zeolit), kemudian turun
pada jam ke-24 berturut-turut menjadi 41.9 dan 24.4%. Pada suhu 4 ºC, stabilitas
aktivitas GDH E. coli bertahan lebih lama hingga di jam ke-20 (dengan zeolit) dan
jam ke-18 (tanpa zeolit), lalu turun hingga 58.1 dan 36.6% setelah 24 jam
(Gambar 12). Berdasarkan hasil tersebut, suhu ruang lebih menurunkan stabilitas
aktivitas GDH E. coli dibandingkan dengan suhu 4 ºC. Trivadila (2006)

14

melaporkan penurunan aktivitas GDH E. coli setelah 6 jam. Arslan et al. (2011)
dengan cara penjebakan masih memberikan aktivitas GDH 19.4% setelah 40 hari.
Menurut Herawati (2012), setelah 3 jam GDH E. coli terimobilisasi tanpa zeolit
tidak lagi menghasilkan puncak arus oksidasi, sedangkan dengan zeolit masih
dihasilkan puncak arus oksidasi hingga 48 jam. Gia (2012) melaporkan penurunan
aktivitas GDH sel E. coli setelah 7 hari karena adanya matriks taut-silang dari
glutaraldehida. Kestabilan yang lebih rendah dapat disebabkan sel E. coli hanya
terjerap pada pori-pori zeolit tanpa mengalami taut-silang seperti dengan
glutaraldehida. Selain itu, perbedaan ukuran memungkinkan penjerapan molekul
dari berbagai ukuran. Akibatnya sel E. coli yang sudah terjerap tidak akan
bertahan terlalu lama. Penelitian ini menunjukkan potensi zeolit alam dari
Cikembar sebagai material pengimobilisasi enzim GDH E. coli untuk biosensor
glukosa.

dengan zeolit, 4 ºC;
Gambar 12 Kestabilan aktivitas GDH sel E. coli.
tanpa zeolit, 4 ºC;
dengan zeolit, suhu ruang;
tanpa
zeolit, suhu ruang

SIMPULAN DAN SARAN
Zeolit alam (Cikembar, Sukabumi) dapat digunakan sebagai material
pengimobilisasi enzim GDH dari isolat bakteri E. coli ATC25922 pada
permukaan elektrode pasta karbon sebagai biosensor glukosa. Aktivitas GDH
terimobilisasi zeolit meningkat dibandingkan dengan tanpa zeolit dan aktivitas
tersebut lebih stabil pada suhu 4 ºC dibandingkan dengan pada suhu kamar. Nilai
KMapp yang dihasilkan enzim GDH terimobilisasi dengan zeolit lebih kecil
daripada tanpa zeolit yang menyatakan bahwa afinitasnya lebih tinggi terhadap
substrat glukosa. Akan tetapi, afinitas dan stabilitas tersebut masih rendah atau
belum maksimum.
Masih perlu dilakukan optimisasi jumlah enzim GDH sel E. coli yang
diimobilisasi, penggunaan matriks taut-silang, serta validasi metode seperti
keterulangan, ketepatan, dan limit deteksi. Setelah itu, dilakukan pengujian secara
langsung pada alat biosensor glukosa berbasis E. coli.

15

DAFTAR PUSTAKA
Arif Z. 2011. Karakterisasi dan modifikasi zeolit alam sebagai bahan media
pendeteksi studi kasus: kromium heksavalen [tesis]. Bogor (ID): Institut
Pertanian Bogor.
Arslan F, Ustabas S, Arslan H. 2011. An amperometric biosensor for glucose
determination prepared from glucose oxidase immobilized in polyanilinepolyvinylsulfonate film. Sensors 11:8152-8163.
Balal K, Mohammad H, Bahareh B, Ali B, Maryam H, Mozhgan Z. 2009. Zeolite
nanoparticle modified carbon paste electrode as a biosensor for
simultaneous determination of dopamine and tryptophan. J Chin Chem.
56:789-796.
Bhatia R, Gupta AK, Anup KS, Brinker CJ. 2000. Aqueous sol-gel process for
protein encapsulation. Chem Mat. 12:2434-2441.
Bisswanger H. 2008. Enzyme Kinetics Principles and Methods. Weinheim (DE):
Wiley-VCH.
Borgmann S, Schulte A, Neugebauer S, Schuhmann W. 2011. Amperometric
Biosensors. Weinheim (DE): Wiley-VCH.
Campanella L, Bonanni A, Bellantoni D, Favero G, Tomassetti M. 2004.
Comparison of fluorometric, voltammetric and biosensor methods for the
determination of total antioxidant capacity of drug products containing
acetylsalicylic acid. J Pharm Biomed Anal. 36:91-99.
Dai Z, Liu S, Ju H. 2004. Direct electron transfer of cytochrome c immobilized on
a NaY zeolite matrix and its application in biosensing. Electrochem Acta.
49:2139-2144.
Gia LL. 2012. Aktivitas dan stabilitas biosensor glukosa berbasis Escherichia coli
yang diimobilisasi pada zeolit-glutaraldehida [skripsi]. Bogor (ID): Institut
Pertanian Bogor.
Goriushkina TB, Kurc BA, Sacco A, Dzyadevych SV. 2010. Application of
zeolites for glucose oxidase in amperometric biosensors. Sensor Electronics
& Microsyst Technol. 1:36-42.
Grieshaber D, Mackenzie R, Voros J, Reimhult E. 2008. Electrochemical
biosensor-sensor principles and architectures. Sensor. 8:1400-1458.
Gunawan B. 2010. Aplikasi Sensor Kimia sebagai Biosensor Berbasis DNA.
Kudus (ID): Mawas
Hasanah MU. 2012. Komposit oksida besi magnetit-zeolit Cikembar sebagai
adsorben Cr(III) dan Cr(VI) [skripsi]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.
Hattu N. 2009. Studi voltametri dan analisis antihistamin setrizin dihidroklorida
dan deksklorfeniramin maleat dalam medium surfaktan menggunakan
elektroda pasta karbon [disertasi]. Bandung (ID): Institut Teknologi
Bandung.
Herawati D. 2012. Stabilitas dan efektivitas biosensor glukosa berbasis
Escherichia coli yang diimobilisasi pada matriks nanokomposit zeolit
[skripsi]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.
Hiratsuka A., Fujisawa K., Muguruma H. 2008. Amperometric biosensor based on
glucose dehydrogenase and plasma-polymerized thin films. Anal Sci.
24:483-486.

16

Ikeda T, Iswantini D, Ito Y, Kano K. 2001. Electrochemical analysis of glucose
dehydrogenase activity exhibited by Escherichia coli cell. Anal Sci. 17:285286.
Iswantini D, Kano K, Ikeda T. 2000. Kinetics and thermodynamics of activation
of quinoprotein apoenzyme in vivo and catalytic activity of the activated
enzyme in Escherecia coli cells. Biochem J. 350:917-923.
Iswantini D, Nurhidayat N, Trivadila. 2011. Glucose biosensor using selected
Indonesian bacteria. Microbiol Indones. 5:9-14.
Marlina. 2008. Identifikasi bakteri Vibrio parahaemolitycus dengan metode
biologi dan deteksi gen ToxR secara PCR. J Sains Teknol Farm. 13:1-7.
Mateo C, Palomo JM, Fernandez-Lorente G, Guisan JM, Fernandez-Lafuente R.
2007. Improvement of enzyme activity, stability and selectivity via
immobilization techniques. J Enzmictec. 40:1451-1463.
Nazaruddin. 2007. Biosensor urea berbasis biopolimer kitin sebagai matriks
imobilisasi. J Rekayasa Kim Lingkungan. 6:41-44.
Saiapina OY, Pyeshkova VM, Soldatkin OO, Melnik VG, Akata Kurc B,
Walcarius A, Dzyadevych SV, Jaffrezic-Renault N. 2011. Conductometric
enzyme biosensors based on natural zeolite clinoptilolite for urea
determination. Mat Sci Eng. 31:1490-1497.
Sari MI. 2007. Reaksi-reaksi biokimia sebagai sumber glukosa darah [tesis].
Medan (ID): Universitas Sumatera Utara.
Shofyan. 2010. Escherichia coli [Internet]. [diunduh 2012 Apr 1]; Tersedia pada:
http://forum.upi.edu/index.php?topic=15614.0.
Trivadila. 2011. Biosensor antioksidan menggunakan superoksida dismutase
Deinococcus radiodurans yang diimobilisasi pada permukaan elektrode
pasta karbon dan parameter kinetikanya [tesis]. Bogor (ID): Institut
Pertanian Bogor.
Trivadila. 2006. Aktivitas glukosa dehidrogenase pada tiga isolat bakteri
Indonesia terpilih yang diimobilisasi untuk pengembangan biosensor
glukosa [skripsi]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.
Turner APF. 1996. Biosensor past, present and future [Internet]. [diunduh 2012
Apr 1]; Tersedia pada: http://www.cranfield.ac.uk/biotech/chinap.htm.
Valdes MG, Perez-Cordoves AI, Diaz-Garcia ME. 2006. Zeolites and zeolite
based materials in analytical chemistry. J Trends Anal Chem. 25:24-30.
Wang JH, Zhou CM, Peng F, Yu H. 2007. Glucose biosensor based on platinum
nanoparticles supported sulfonated-carbon nanotubes modified glassy
carbon electrode. Electrochemistry. 2:508-516.
Weniarti. 2011. Biosensor antioksidan berbasis superoksida dismutase
Deinococcus radiodurans diimobilisasi pada nanokomposit zeolit alam
Indonesia [tesis]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.
Widianti T. 2006. Pengujian Kapasitas Tukar Kation Zeolit sebagai Penukar
Kation Alami untuk Pengolahan Limbah Industri. Tangerang (ID): LIPI.
Witarto AB. 2007. Rekayasa protein enzim PQQ glucose dehydrogenase untuk
alat pengukur gula darah. Inovasi. 9:61-68.
Yoshida H, Kojima K, Witarto AB, Sode K 1999. Engineering a chimeric
pyrroloquinoline quinone glucose dehydrogenase: improvement of EDTA
tolerance thermal stability and specifity. Prot Eng. 12:63-70.

17

Lampiran 1 Bagan alir umum penelitian
Penanaman dan peremajaan bakteri E. coli

Pemanenan bakteri E. coli

Aktivasi zeolit

Pembuatan EPK

Imobilisasi enzim GDH sel E. coli

Pengoptimuman aktivitas enzim

Penentuan parameter kinetika enzim

Pengujian stabilitas aktivitas enzim

18

Lampiran 2 Optimisasi aktivitas GDH sel E. coli terimobilisasi
[Glukosa]
[PQQ]
Zeolit
Ip (µA)
(mM)
(µM)
(mg)
25
6
10.375
1.575
190
1.650
35
6
10.375
1.575
70
0.276
25
8
10.375
1.575
70
0.520
35
8
10.375
1.575
190
1.470
25
6
30.125
1.575
70
0.650
35
6
30.125
1.575
190
1.505
25
8
30.125
1.575
190
1.680
35
8
30.125
1.575
70
1.333
25
6
10.375
4.525
70
1.390
35
6
10.375
4.525
190
6.120
25
8
10.375
4.525
190
1.720
35
8
10.375
4.525
70
1.745
25
6
30.125
4.525
190
6.168
35
6
30.125
4.525
70
1.760
25
8
30.125
4.525
70
1.930
35
8
30.125
4.525
190
2.158
20
7
20.250
3.050
130
1.990
40
7
20.250
3.050
130
3.250
30
5
20.250
3.050
130
1.960
30
9
20.250
3.050
130
2.731
30
7
0.500
3.050
130
1.970
30
7
40.000
3.050
130
2.455
30
7
20.250
0.100
130
3.011
30
7
20.250
6.000
130
3.260
30
7
20.250
3.050
10
2.940
30
7
20.250
3.050
250
6.951
30
7
20.250
3.050
130
3.655
30
7
20.250
3.050
130
3.325
30
7
20.250
3.050
130
3.650
30
7
20.250
3.050
130
4.678
30
7
20.250
3.050
130
4.975
30
7
20.250
3.050
130
5.568
Optimum pada suhu 30 ºC, pH 7, [glukosa] 20.250 mM, [PQQ] 4.525 µM, dan
zeolit 250 mg.
Suhu

pH

19

Lampiran 3 Aktivitas GDH E. coli pada berbagai konsentrasi substrat
[Glukosa] (mM)
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60
65
70

Ip (µA)
Dengan zeolit
0.456
0.605
0.701
0.766
0.793
0.883
0.905
0.973
0.988
1.091
1.268
1.371
0.988
0.525

Tanpa zeolit
0.243
0.368
0.413
0.476
0.491
0.495
0.501
0.551
0.663
0.726
0.848
1.006
1.285
0.341

20

Lampiran 4 Kinetika enzim GDH E. coli terimobilisasi zeolit
[Glukosa]
(mM)
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60

Ip (µA)
0.456
0.605
0.701
0.766
0.793
0.883
0.905
0.973
0.988
1.091
1.268
1.371

(a)

1/[Glukosa]
(mM-1)
0.200
0.100
0.066
0.050
0.040
0.033
0.028
0.025
0.022
0.020
0.018
0.016

1/ Ip
(µA-1)
2.189
1.652
1.425
1.304
1.260
1.132
1.105
1.027
1.011
0.916
0.788
0.729

[Glukosa]/ Ip
(mM/µA)
10.948
16.528
21.376
26.085
31.513
33.963
38.674
41.097
45.532
45.800
43.365
43.741

(b)

Ip /[Glukosa]
(µA/mM)
0.091
0.060
0.046
0.038
0.031
0.029
0.025
0.024
0.022
0.021
0.023
0.022

(c)

Alur Lineweaver-Burk (a), Hanes (b), dan Eadie-Hofstee (c)
Kinetika enzim GDH sel bakteri E. coli terimobilisasi mengikuti alur LineweaverBurk:

Asumsi Imaks app = vmaks app dan berdasarkan persamaan garis
y = 7.3446x + 0.8319, maka :
maka Imaks app = 1.202
maka KMapp = 8.828

21

Lampiran 5 Kinetika enzim GDH E. coli terimobilisasi tanpa zeolit
[Glukosa]
(mM)
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60

Ip (µA)
0.243
0.368
0.413
0.476
0.491
0.495
0.501
0.551
0.663
0.726
0.848
1.006

1/[Glukosa]
(mM-1)
0.200
0.100
0.066
0.050
0.040
0.033
0.028
0.025
0.022
0.020
0.018
0.016

1/ Ip
(µA-1)
4.110
2.715
2.419
2.100
2.033
2.020
1.993
1.812
1.507
1.376
1.178
0.993

[Glukosa]/ Ip
(mM/µA)
20.550
27.151
36.293
41.999
50.844
60.606
69.762
72.503
67.842
68.804
64.835
59.600

Ip /[Glukosa]
(µA/mM)
0.048
0.036
0.027
0.023
0.019
0.016
0.014
0.013
0.014
0.014
0.015
0.016

(a)
(b)
(c)
Alur Lineweaver Burk (a), Hanes (b), dan Eadie-Hofstee (c)
Kinetika enzim GDH sel bajteri E. coli terimobilisasi mengikuti alur LineweaverBurk:

Asumsi I maks app = vM app dan berdasarkan persamaan garis
y = 14.9205x + 1.2499, maka :
maka Imaks app = 0.800
maka KMapp = 11.937

22

Lampiran 6 Stabilitas aktivitas GDH E. coli imobilisasi pada suhu kamar
Waktu
(jam)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
22
24

Aktivitas GDH E. coli
Dengan Zeolit
Tanpa Zeolit
Ip (A)
(%)
Ip (A)
(%)
1.483
100.00
1.298
100.00
1.268
85.51
0.958
73.81
1.191
80.34
0.928
71.50
1.178
79.44
0.920
70.86
1.151
77.64
0.863
66.49
1.106
74.61
0.845
65.09
1.045
70.45
0.831
64.06
0.965
65.06
0.773
59.56
0.938
63.26
0.748
57.64
0.906
61.12
0.640
49.30
0.725
48.88
0.456
35.18
0.721
48.65
0.325
25.03
0.621
41.91
0.316
24.39

Lampiran 7 Stabilitas aktivitas GDH E. coli imobilisasi pada suhu 4 ºC
Waktu
(jam)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
22
24

Aktivitas GDH E. coli
Dengan Zeolit
Tanpa Zeolit
Ip (A)
(%)
Ip (A)
(%)
2.025
100.00
1.303
100.00
1.816
89.71
1.016
78.01
1.793
88.56
0.958
73.53
1.780
87.90
0.955
73.28
1.720
84.94
0.921
70.72
1.678
82.88
0.918
70.46
1.560
77.04
0.868
66.62
1.510
74.57
0.813
62.40
1.478
73.00
0.783
60.10
1.388
68.56
0.738
56.65
1.366
67.49
0.513
39.38
1.218
60.16
0.501
38.49
1.176
58.11
0.476
36.58

23

RIWAYAT HIDUP
Penulis dilahirkan di kota Sukabumi, Jawa Barat pada tanggal 17 Juni 1989.
Penulis merupakan anak pertama dari 2 bersaudara pasangan Ir Tata R Taswanda
dan Tini Herawati.
Tahun 2007 penulis lulus dari SMA Negeri 1 Cisaat Sukabumi dan pada
tahun yang sama diterima di Program Keahlian Analisis Kimia, Direktorat
Program Diploma Institut Pertanian Bogor (IPB) melalui jalur Undangan Seleksi
Masuk IPB (USMI). Penulis lulus pada tahun 2010 dan melanjutkan ke Program
Alih Jenis Departemen Kimia IPB.
Tahun 2010 penulis melaksanakan kegiatan praktik kerja lapangan di Balai
Besar Pengembangan Budidaya Air Tawar (BBPBAT), Sukabumi dengan judul
laporan “Validasi Metode Penentuan Residu Ciprofloxacin Sampel Udang secara
ELISA”. Penulis pernah menjadi asisten praktikum Kimia Anorganik pada tahun
2010/2011; Kimia Industri pada tahun 2010/2011; Analisis Komponen Aktif dan
Uji Aktivitas pada tahun 2010/2011; Kepustakaan Kimia pada tahun 2010/2012,
serta Keselamatan Kerja dan Pengenalan Bahan pada tahun 2011/2012, di D3
Analisis Kimia IPB.