Stabilitas dan Efektivitas Biosensor Glukosa Menggunakan Escherichia coli Yang Diimobilisasi Pada Matriks Nanokomposit Zeolit

i

STABILITAS DAN EFEKTIVITAS BIOSENSOR GLUKOSA
BERBASIS Escherichia coli YANG DIIMOBILISASI PADA
MATRIKS NANOKOMPOSIT ZEOLIT

DIAN HERAWATI

DEPARTEMEN KIMIA
FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
BOGOR

2012

ii

ABSTRAK

DIAN HERAWATI. Stabilitas dan Efektivitas Biosensor Glukosa Menggunakan
Escherichia coli Yang Diimobilisasi Pada Matriks Nanokomposit Zeolit.

Dibimbing oleh DYAH ISWANTINI PRADONO, NOVIK NURHIDAYAT, dan
TRIVADILA
Biosensor menggabungkan elemen biologis dan sensitivitas transduser.
Penerapan biosensor sebagai pengukur glukosa darah untuk pasien diabetes
mellitus menggunakan enzim murni sebagai sensor biologi. Penggantian enzim
dengan sel mikroba yang memproduksi enzim sebagai sensor biologis dilakukan
untuk mengatasi kelemahan enzim seperti stabilitas rendah dari aktivitas enzim
dan biaya tinggi. Penelitian ini dilakukan untuk mengukur aktivitas dehidrogenase
glukosa (GDH) dari Escherichia coli, enzim bereaksi secara spesifik dengan
glukosa sebagai substrat dan mengikat dengan kedua pyrolloquinoline kuinon
(PQQ) dan ion Mg2+ sebagai kelompok prostetik dan aktivator yang kemudian
diukur menggunakan metode voltametri siklik.
Rancangan percobaan yang digunakan untuk pengoptimuman aktivitas GDH
sel bakteri E.coli adalah metode permukaan respon. Diperoleh kondisi optimum
aktivitas GDH sel bakteri E.coli tanpa adanya matriks nanokomposit zeolit pada
proses imobilisasi ialah, suhu 30°C, pH 6, konsentrasi glukosa 15 mM,
konsentrasi PQQ 3,050 µM. Sedangkan untuk kondisi optimum aktivitas GDH sel
bakteri E.coli dengan matriks nanokomposit zeolit ialah suhu 30°C, pH 6,
konsentrasi glukosa 15 mM, konsentrasi PQQ 3,050 µM, dan nanokomposit zeolit
137,50 mg. Reaksi kinetika GDH yang dikatalisis oleh glukosa mengikuti

persamaan kinetika Lineweaver-Burk. Nilai KM app sel bakteri E.coli dengan
nanokomposit zeolit lebih besar sebesar 1,4580 mM dibandingkan dengan tanpa
matriks nanokomposit zeolit sebesar 0,720 mM. Hal ini menunjukkan bahwa
afinitas GDH E.coli imobilisasi terhadap substrat glukosa tanpa nanokomposit
zeolit lebih besar dibandingkan dengan matriks nanokomposit zeolit .Stabilitas
aktivitas GDH sel bakteri tidak jauh berbeda dibandingkan dengan tanpa matriks
nanokomposit zeolit.

iii

ABSTRACT
DIAN HERAWATI Stability and Effectiveness of Glucose Biosensor Using
Escherichia coli immobilized in the zeolite matrix nanocomposite Supervised by
DYAH ISWANTINI PRADONO, NOVIK NURHIDAYAT, dan TRIVADILA
Biosensor combines the selectivity of biological recognition element and
the sensitivity of the transducer. The application of biosensor as blood glucose
measurer for diabetes mellitus patients uses purified enzyme as biological sensor.
The substitution of purified enzyme with the microbial cells producing enzymes
as biological sensor is carried out to overcome the weaknesses of purified enzyme
such as the low stability of the enzyme activity and the high cost. This research

was carried out to measure the activity of glucose dehydrogenase (GDH)–the
enzyme reacting specifically with glucose as substrate and binding with both
pyrolloquinoline quinone (PQQ) and Mg2+ ion as prosthetic group and activator
respectively-which is exhibited by escherichia coli, using electrochemical
methods
Design of experiments only to optimalization the activity of GDH bacterial
cells of e. coli is a method of surface response. Optimum conditions of activity of
GDH derived cells of e. coli bacteria in the absence of a matrix of nanocomposite
zeolite on the process of immobilization is the temperature of 30°C, pH 6,
concentration of glucose 15 mM, the concentration of PQQ 3,050 µM. As for the
optimum conditions for the activity of GDH bacterial cells of e. coli with matrix
nanocomposite zeolite is the temperature of 30°C, pH 6, glucose concentration of
15 mM, the concentration of PQQ 3,050 µM, and nanocomposite zeolite 137,50
mg. The reaction catalyzed by GDH kinetics of Glucose Kinetics equation follows
the Lineweaver-Burk. The value of KM app bacterial cells of e. coli with the
larger of nanocomposite zeolite mM compared to 1,4580 without nanocomposite
of zeolite matrix 0,720 mM. This shows that affinity GDH e. coli immobilization
of glucose substrate without nanocomposite zeolite is greater compared to the
matrix nanocomposite zeolite.GDH activity stability of bacterial cells is not much
different compared with no matrix nanocomposite zeolite.

iv

STABILITAS DAN EFEKTIVITAS BIOSENSOR GLUKOSA
BERBASIS Escherichia coli YANG DIIMOBILISASI PADA
MATRIKS NANOKOMPOSIT ZEOLIT

DIAN HERAWATI

Skripsi
sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar
Sarjana Sains pada
Departemen Kimia

DEPARTEMEN KIMIA
FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
BOGOR
2012

v

Judul : Stabilitas dan Efektivitas Biosensor Glukosa Menggunakan
Escherichia coli Yang Diimobilisasi Pada Matriks Nanokomposit Zeolit
Nama : Dian Herawati
NIM : G44096040

Disetujui
Pembimbing I

Dr Dyah Iswantini Pradono, M.Agr
NIP 19670730 199103 2 001

Pembimbing II

Pembimbing III

Dr Novik Nurhidayat
NIP 19771029 200502 2 001

Trivadila, SSi MSi.

Diketahui
Ketua Departemen Kimia

Prof Dr Ir Tun Tedja Irawadi, MS
NIP 19501227 197603 2 002

Tanggal Lulus :

vi

PRAKATA
Puji dan syukur penulis panjatkan kepada Allah SWT . Salawat serta salam
atas segala rahmat dan karunia-Nya, penulis dapat menyelesaikan karya ilmiah
dengan judul Peningkatan Stabilitas dan efektivitas Biosensor Glukosa Berbasis
Escherichia coli Yang Diimobilisasi Pada Matriks Nanokomposit Zeolit.
Terima kasih penulis ucapkan kepada Dr. Dyah Iswantini Pradono, M.Agr,
Dr. Novik Nurhidayat, dan Trivadila, S,Si, M.Si selaku pembimbing yang
senantiasa memberikan arahan, dorongan, semangat, dan doa kepada penulis

selama melaksanakan penelitian. Disamping itu penulis memberi hormat dan
terima kasih kepada Ibu Ai, Bapak Mail , dan Bapak Nano selaku Staf
Laboratorium Kimia Fisik. Ibu Heny Purwaningsih selaku kepala Laboratorium
Bersama Kimia, Bapak Wawan dan Mas Eko selaku staf Laboratorium bersama.
Ibu Neri, Ibu Erna, Ibu Ratih, Bapak Acun, dan Ibu Enok di PUSLIT
Mikrobiologi Genetika LIPI yang telah membantu selama pengumpulan data.
Serta mengucapkan banyak terima kasih kepada Papah, (Almrh) Mamah, teh gita,
ka Erdy, dan (Alm) Bey Haqh atas doa dan kasih sayangnya. Kepada mba Lucky,
mba Wiwin dan Dika atas segala doa, saran, dan bantuannya untuk menyelesaikan
skripsi ini.
Penulis berharap semoga karya ilmiah ini dapat bermanfaat bagi
perkembangan ilmu pengetahuan.

Bogor, April 2012

Dian Herawati

vii

RIWAYAT HIDUP

Penulis dilahirkan di Yogyakarta pada tanggal 13 Maret 1988 dari Ayah
H. Herawan Hadi Putra S.H, L.L.M. dan Ibu (Almrh) Hj. Diniah M.H. Penulis
merupakan putri ketiga dari tiga bersaudara.
Tahun 2003 penulis lulus dari SMP 4 Bogor. Tahun 2006 penulis lulus
dari SMAN 5 Bogor dan pada tahun yang sama diterima di Analisis Kimia
Program Diploma IPB. Pada tahun 2009 penulis melanjutkan Program S1 kimia
Penyelenggaraan Khusus IPB. Pada tahun 2008 penulis melaksanakan Praktik
Kerja Lapangan (PKL) di Laboratorium Protein BALITNAK, Ciawi Bogor.

viii

DAFTAR ISI
ABSTRAK .............................................................................................................. ii
RIWAYAT HIDUP............................................................................................... vii
DAFTAR TABEL .................................................................................................. ix
DAFTAR GAMBAR ............................................................................................. ix
DAFTAR LAMPIRAN .......................................................................................... ix
PENDAHULUAN .................................................................................................. 1
Tujuan Penelitian ................................................................................................ 2
Waktu dan Tempat Penelitian ............................................................................. 2

METODOLOGI ...................................................................................................... 2
Alat dan Bahan .................................................................................................... 2
Lingkup Kerja ..................................................................................................... 2
Media Luria Broth(LB) Agar Miring .............................................................. 3
Media Luria Broth (LB) Cair .......................................................................... 3
(Lysogeny broth 1951) .................................................................................... 3
Isolat Bakteri Escherichia coli ........................................................................ 3
Elektrode Pasta Karbon ................................................................................... 3
Metode Pembuatan Elektrode Pembanding Ag/AgCl.................................. 3
Pelapisan AgCl (Huda 2010) .......................................................................... 3
Pembuatan Elektroda Pembanding Ag/AgCl (Huda 2010) ............................ 3
Imobilisasi Sel E. coli tanpa Menggunakan Nanokomposit Zeolit (Ikeda et al.
1998) ............................................................................................................... 4
Imobilisasi sel E.coli dengan menggunakan nanokomposit Zeolit ................. 4
Pengukuran Elektrokimia ................................................................................ 4
Pengoptimalisasian Aktivitas GDH Sel Bakteri E. coli Terimobilisasi .......... 4
Parameter Kinetika .......................................................................................... 4
Stabilitas Aktivitas GDH Sel Bakteri.............................................................. 5
E .coli .............................................................................................................. 5
HASIL DAN PEMBAHASAN ............................................................................... 5

Pembuatan Elektrode Pembanding Ag/AgCl ................................................... 5
Penentuan Kinerja Elektrode Pembanding Ag/AgCl ...................................... 5
Pengoptimuman Aktivitas GDH Imobilisasi Sel Bakteri E.coli Tanpa
Nanokomposit Zeolit........................................................................................... 6
Pengoptimuman Aktivitas GDH sel Bakteri E.coli Dengan Nanokomposit
Zeolit ................................................................................................................... 7
Kinetika Enzim Glukosa Dehidrogenase Imobilisasi ......................................... 8
Stabilitas Enzim Glukosa Dehidrogenase Sel Bakteri E. coli Imobilisasi ........ 10
SIMPULAN DAN SARAN .................................................................................. 11
Simpulan ........................................................................................................... 11
Saran.................................................................................................................. 11
DAFTAR PUSTAKA ........................................................................................... 11
LAMPIRAN .......................................................................................................... 13

ix

DAFTAR TABEL
Halaman
1 Nilai parameter kinetika sel ................................................................................. 9

DAFTAR GAMBAR
Halaman
1 Pembuatan elektrode pembanding Ag/AgCl........................................................ 3
2 Voltamogram siklik pada pengukuran larutan ..................................................... 6
3 Oksidasi glukosa dengan katalis PQQGDH......................................................... 6
4 Alur kontur pada aktivitas GDH E.coli ............................................................... 6
5 Alur kontur pada aktivitas GDH dengan matriks nanokomposit zeolit .............. 7
6 Hubungan konsentrasi glukosa dan aktivitas ....................................................... 8
7 Linearitas konsentrasi glukosa ............................................................................. 9
8 Plot Libeweaver-Bulk sel bakteri E.coli .............................................................. 9
9 Stabilitas E.coli .................................................................................................. 10

DAFTAR LAMPIRAN
Halaman
1 Bagan alir Biosensor Glukosa Berbasis Escherichia coli Yang ........................ 14
2 Bagan alir pembuatan media .............................................................................. 15
3 Bagan alir kerja .................................................................................................. 16
4 Bagan alir pembuatan elektroda pasta karbon dan imobilisasi .......................... 17
5 Pengoptimuman sel bakteri E.coli ..................................................................... 18
6 Pengoptimuman sel bakteri E.coli Dengan Matriks Nanokomposit Zeolit....... 19
7 Voltagram Siklik Sel Bakteri E.coli imobilisasi ................................................ 20
8 Voltagram Siklik Sel Bakteri E.coli Imobilisasi Nanokomposit Zeolit ............. 20
9 Kinetika enzim glukosa dehidrogenase sel bakteri E.coli .................................. 22
10 Stabilitas sel bakteri E.coli ............................................................................... 23

1

PENDAHULUAN
Diabetes Melitus (DM) adalah suatu
kelainan di mana kandungan gula darah
(glukosa) di dalam darah sangat tinggi
melebihi batas normal karena tubuh tidak
memproduksi insulin yang cukup (Merck
2010). WHO memperkirakan bahwa dalam
periode 2006-2015, Cina akan kehilangan
558 milyar pendapatan nasional terdahulu
karena diabetes (WHO 2011).
Salah satu terapi yang paling banyak
digunakan pada penyakit DM ialah dengan
menggunakan suntik insulin. Penyuntikan
insulin harus lah dilakukan dengan berhatihati, karena jika berlebihan dapat
menyebabkan hiperinsulin. Oleh karena itu
dibutuhkan suatu alat pengukur glukosa
darah sehingga kadar insulin yang
disuntikkan dapat diketahui dengan jelas.
Sebagian besar dari alat-alat pengukur
tersebut menggunakan enzim sebagai sensor.
Sensor enzim merupakan salah satu jenis
biosensor, yakni sebagai suatu perangkat
sensor yang menggabungkan senyawa hayati
dengan suatu tranduser (Wang 2007).
Peranan enzim yang begitu penting
dalam biosensor memiliki kekurangan, di
antaranya harga yang mahal dan kestabilan
enzim yang rendah. Untuk mengatasinya
digunakan lah mikrob penghasil enzim
sebagai sensor yang digunakan untuk
mengukur kadar glukosa. Sensor ini disebut
sensor mikrob. Keuntungan sensor mikrob
dibandingkan dengan sensor enzim adalah
sensor mikrob lebih tahan lama serta biaya
yang lebih murah karena tidak diperlukan
pengisolasian dan pemurnian enzim aktif.
Karena
menggunakan
materi
hayati
(biomaterial) sebagai sensor, maka sensor
mikrob juga termasuk biosensor. Biosensor
yang pertama kali dibuat adalah sensor
glukosa pada tahun 1962 oleh Leland C.
Clark Jr. untuk mengukur kadar glukosa
dalam darah. Clark menggunakan enzim
glukosa oksidase (GOD) yang bereaksi
spesifik dengan glukosa dan dapat
dihasilkan secara ilmiah dari jamur
Aspergillus niger. Namun mekanisme kerja
enzim ini sangat bergantung pada
keberadaan oksigen, sehingga menjadi sebab
terjadinya perbedaan hasil glukosa yang
terdeteksi dari individu yang sama. Hal
tersebut medorong penggantian enzim GOD
dengan enzim glukosa dehidrogenase
(GDH). Enzim GDH spesifik terhadap
substrat glukosa dan aktivitasnya tidak
dipengaruhi kadar oksigen (Turner 2002).

Escherichia coli telah diketahui dapat
menhasilkan GDH. Akan tetapi, enzim GDH
yang terdapat pada E .coli berada dalam
bentuk apo-GDH (enzim yang belum aktif)
dan
tidak
memiliki
kemampuan
menghasilkan PQQ. Maka dari itu
diperlukan penambahan PQQ untuk
mengubah apo-GDH menjadi holo-GDH
(enzim yang aktif). Holo-GDH memiliki
kemampuan untuk menghasilkan aktivitas
yang besar (Matshushita et al
1997;
Iswantini et al. 1998, Ikeda et al.1998;
Iswantini et al. 2011).
Ito et al. (2002) mempelajari E. coli. dan
aplikasinya
pada
sensor
glukosa
menggunakan metode amperometri. Sensor
glukosa menggunakan Qo sebagai mediator
yang dikemas dalam pasta karbon sebagai
elektrode kerja (mediator terintegrasi).
Iswantini et al. (2011) melakukan penelitian
mengenai pemilihan bakteri-bakteri yang
ada di Indonesia untuk penggunaan
biosensor glukosa. Uji enzim glukosa
dehidrogenase
menggunakan
metode
spektrofotometri
dan
elektrokimia
menetapkan E. coli sebagai bakteri yang
berpotensi paling baik dalam menghasilkan
serapan cahaya dan stabilitas arus. Oleh
karena itu E. coli. asal Indonesia ini
mempunyai peluang untuk dikembangkan
sebagai biosensor glukosa. Dari penelitian
tersebut diketahui bahwa aktivitas GDH
yang dihasilkan oleh bakteri E. coli KRGS
memiliki aktivitas terbesar dibandingkan
dengan Bacillus subtilis KRGL, baik dengan
metode spektrofotometri maupun dengan
metode elektrokimia (Iswantini et al 2011).
Hapsari (2011) melakukan penelitian
imobilisasi GDH E. coli dengan matriks
glutaraldehida, dan diperoleh kenaikkan arus
dan kestabilan yang cukup baik. Metode
elektrokimia yang digunakan dalam
pengoptimumam aktivitas enzim GDH
adalah voltametri. Keunggulan metode ini
adalah menggunakan sedikit contoh, jumlah
suatu isolat bakteri E. coli dapat ditentukan
dan lebih sensitif (Iswantini et al. 1998).
Menurut Trivadila (2006) setelah 6 jam
aktivitas GDH yang dihasilkan oleh sel E.
coli KRGS mencapai keadaan tunak selama
120 detik setelah ditambahkan glukosa dan
mencapai 58% dari aktivitas maksimum.
Kestabilan
diperoleh
lebih
rendah
dibandingkan dengan kestabilan aktivitas
GDH yang dihasilkan E. coli K-12
(IFO3301) yang mencapai 70% (Iswantini et
al. 2000). Kestabilan aktivitas GDH yang

2

menurun
memerlukan
pengoptimuman
terhadap proses imobilisasi enzim.
Perancangan biosensor yang lebih
inovatif terus dijajagi karena masih memiliki
kelemahan, yaitu, waktu respon yang relatif
lambat, rentang linear sempit, sensitivitas
rendah dan stabilitas kurang baik, dan tidak
dapat memenuhi persyaratan deteksi dengan
presisi tinggi (Wang 2007). Dalam rangka
meningkatkan kinerja biosensor glukosa,
yakni meningkatkan sensitivitas dan
selektivitas, penelitian yang signifikan dan
upaya pengembangan telah dibuka untuk
bidang ini dengan banyak metode, seperti
penambahan redoks, penambahan mediator,
melakukan polimerisasi, dan penambahan
nanopartikel. Di antara berbagai metode,
yang paling menarik saat ini adalah
penggunaan nanopartikel sebagai maktriks
sensor mikrob, yakni untuk meningkatkan
transfer
elektron
dan
meningkatkan
elektrokatalitik yang dimiliki biosensor
(Wang 2007).
Salah satu bahan yang berpotensi
digunakan sebagai matriks imobilisasi GDH
adalah zeolit, karena zeolit memiliki struktur
yang sebagian besar tersusun dari silikon
tetrahedral yang terhubung satu sama lain
dengan atom oksigen membentuk pori yang
khas dengan ukuran nano. Pori adalah
tempat masuknya molekul gas maupun
cairan dan menjerapnya dengan kuat.
Pemanfaatan zeolit yang dikalsinasi sebagai
matrik pengimobilisasi peroksidase dan
metilena hijau telah dilakukan oleh Liu et al.
1999, juga telah dilakukan imobilisasi
sitokrom c menggunakan matrik zeolit (Dai
et al. 2004). Penggunaan nanokomposit
zeolit telah dilakukan oleh Balal et al. 2009.
Elektrode pasta karbon termodifikasi zeolit,
dengan mediator Fe3+ menghasilkan arus
yang lebih tinggi jika dibandingkan dengan
tanpa menggunakan nanokomposit zeolit.
Biosensor ini digunakan untuk mengukur
dopamin dan triptofan. Hasil menunjukkan
bahwa elektrode pasta karbon-Fe yang
termodifikasi nanokomposit zeolit membuat
pengukuran yang dilakukan menjadi lebih
sensitif dan selektif. Karena zeolit tidak larut
dalam air dan afinitas kuat zeolit menjaga
Fe(III), elektrode ini memiliki stabilitas yang
baik dalam percobaan berulang-ulang.
Biosensor glukosa berbasis enzim GDH saat
ini
telah
sangat
berkembang
dan
pengembangan juga diarahkan ke arah
material nano. Penelitian yang dilakukan
sejauh ini hanya menggunakan matrik zeolit

terkalsinasi
sedangkan
penggunaan
nanokomposit zeolit untuk mengimobilisasi
GDH belum banyak dilaporkan. Maka pada
penelitian ini, dilakukan pengoptimuman
aktivitas GDH yang dihasilkan oleh E. coli
yang
diimobilisasi
pada
matriks
nanokomposit zeolit asli Indonesia, serta
pengukuran stabilitas aktivitas GDH dan
elektrode yang dihasilkan.
Tujuan Penelitian
Penelitian ini bertujuan menentukan
kondisi optimum bagi aktivitas glukosa
dehidrogenase yang dihasilkan oleh E. coli
yang
diimobilisasi
pada
matriks
nanokomposit zeolit, serta stabilitas aktivitas
dan efektivitas GDH E. coli imobilisasi.

Waktu dan Tempat Penelitian
Penelitian ini dilaksanakan dari bulan
Juli sampai Desember 2011 di Laboratorium
Kimia Fisik dan Laboratorium Bersama,
Departemen Kimia, kampus IPB Dramaga
Bogor dan Laboratorium Genetika LIPI
Cibinong Bogor.

METODOLOGI
Alat dan Bahan
Alat-alat
yang
digunakan
ialah
spektrofotometer spectronic 20, voltametric
analyzer, alat-alat gelas, pipet ukur, hot
plate, elektrode Ag/AgCl, elektrode pasta
karbon, platina, sel elektrokimia, laminar,
inkubator, oven, otoklaf, dan sentrifuse.
Bahan-bahan yang digunakan ialah mikrob
(sel E.coli), tripton, yeast extract, agar
nutrien, akuades, NaCl, alkohol 70%, larutan
bufer fosfat pH 7 MgSO4, glukosa,
pirolokuinolina kuinona (PQQ), 2,3dimetoksi-5-metil-1,4-benzokuinon
(Qo),
larutan bufer fosfat, gas N2.
Lingkup Kerja
Penelitian terdiri dari beberapa tahap ,
dapat dilihat pada Lampiran 1. Tahap
pertama penanaman dan penumbuhan E.
coli. Tahap kedua preparasi elektrode pasta
karbon. Tahap ketiga Pembuatan dan
karakterisasi elektron Ag/AgCl, tahap
keempat Imobilisasi E. coli pada matriks
nanokomposit zeolit dan elektrode pasta
karbon. Setelah itu dilakukan tahap kelima
yaitu, pengoptimuman aktivitas GDH yang

3

dihasilkan oleh E. coli terimobilisasi dengan
metode elektrokimia. Penentuan parameter
kinetika, dan juga dilakukan pengukuran
stabilitas elektrode.
Media Luria Broth(LB) Agar Miring
Media Luria Broth(LB) agar miring
dibuat dari tripton, yeast extract, NaCl, dan
agar, dapat dilihat pada Lampiran 2. Media
dibuat sebanyak satu liter yang terdiri dari
10 gram tripton, 5 gram yeast extract, 5
gram NaCl, 15 gram agar, dan akuades
hingga satu liter. Media dipanaskan hingga
mencair dan larut secara homogen,
kemudian dituangkan ke dalam tabung
reaksi yang masing-masing diisikan
sebanyak 3 ml. Tabung reaksi ditutup
dengan sumbat dan disterilisasi dengan
otoklaf selama lebih kurang 2 jam. Setelah
itu dikeluarkan dari otoklaf, tabung reaksi
diletakkan pada rak miring hingga dingin
dan memadat. Media selanjutkan digunakan
sebagai tempat peremajaan bakteri.
Media Luria Broth (LB) Cair
(Lysogeny broth 1951)
Kandungan media LB cair sama dengan
media LB agar miring, hanya saja tanpa
agar. Selanjutnya proses sterilisasi tidak jauh
berbeda dengan proses sterilisasi pada media
agar. Dapat dilihat pada Lampiran 2.
Isolat Bakteri Escherichia coli
Bakteri E. coli ditumbuhkan pada media
LB agar miring, yang dapat dilihat pada
Lampiran 3, kemudian diinkubasi selama 2
hari pada suhu 37 0C. Bakteri yang tumbuh
selanjutnya ditanam ke 10 ml media LB cair
sebagai starter, diinkubasi hingga mencapai
nilai OD610=0.5. Setengah mililiter starter
diinokulasi ke dalam 50 ml media LB cair
dan diinkubasi. Sel bakteri dipanen dengan
sentrifugasi kecepatan 10.000 rpm selama 15
menit. Pelet dipisahkan dengan supernatan,
dicuci dengan air destilata sebanyak dua kali
dan diresuspensikan dengan NaCl 0,85%.
Elektrode Pasta Karbon
Lampiran 4 menunjukkan pembuatan
elektrode pasta karbon dibuat dari campuran
grafit dan parafin cair 2:1. Grafit dicampur
dengan parafin cair hingga membentuk
pasta. Kemudian pasta karbon dimasukkan
ke dalam badan elektrode sampai memadat
ke permukaan. Permukaan elektrode

dihaluskan dan dibersihkan dengan kertas
minyak.
Metode Pembuatan Elektrode
Pembanding Ag/AgCl
Pelapisan AgCl (Huda 2010)
Kawat perak berdiameter 0,26 mm
dipotong sepanjang 4 cm sebanyak 2 buah.
Kawat perak ini ujungnya disambung
dengan kawat tembaga yang telah dibentuk
sedemikian rupa. Larutan KCl 1M disiapkan
di dalam gelas piala sebanyak 50ml. Baterei
1,5V sebanyak 2 buah dirangkai seri
kemudian di sambung ujung-ujung kutubnya
dengan kabel yang ujungnya telah diberi
penjepit. Kawat perak dihubungkan pada
masing-masing kutub baterei kemudian
dicelupkan ke dalam larutan KCl 1M selama
1,5 menit. Kawat diangkat dan dikeringkan.
AgCl akan menempel pada kawat yang
dihubungkan pada kutub negatif baterei.
Kawat
Ag/AgCl akan berwarna hitam
keabu-abuan.
Pembuatan Elektroda Pembanding
Ag/AgCl (Huda 2010)
Bahan-bahan seperti pipa kaca, kawat
Ag/AgCl, larutan KCl 3M, pasta karbon
disiapkan. Pipa kaca sepanjang 5 cm
disumbat ujungnya dengan pasta karbon.
Pipa plastik yang telah disumbat dicelupkan
ke dalam larutan KCl 3M. Pipa kaca tersebut
dikeringkan kemudian diisi bagian dalamnya
dengan larutan KCl 3M. Kawat Ag/AgCl
dimasukkan ke dalam pipa kaca tersebut.
Bahan-bahan tersebut disusun seperti pada
Gambar 1 berikut ini:

Pipa kaca
Kawat
Ag/AgCl
Larutan
KCl 3M

Pasta
karbon

Gambar 1 Pembuatan elektrode pembanding Ag/AgCl
(Huda 2010)

4

Karakterisasi Elektrode Ag/AgCl
Pengukuran elektrokimia dilakukan
dengan menggunakan alat potensiostat EDAQ, dengan 3 jenis elektrode. Emas
sebagai elektrode kerja, elektrode Ag/AgCl
sebagai elektrode pembanding, dan platina
sebagai elektrode bantu. Larutan 0,01M
K4[Fe(CN)6] dalam 0,1 M NaClO4
dimasukkan dalam gelas. Ketiga elektrode
dipasang
pada
larutan.
Potensiostat
dioperasikan dengan parameter voltametri
siklik (CV), pada potensial -400 mV sampai
600 mV, kecepatan sapuan 250 mV/detik,
pada pengukuran 10 kali siklis. Pengukuran
dilakukan sebanyak 6 kali pengulangan.
Imobilisasi Sel E. coli tanpa
Menggunakan Nanokomposit Zeolit
(Ikeda et al. 1998)
Sepuluh mikroliter larutan suspensi sel
bakteri (OD E. coli =5,8) diteteskan pada
elektrode pasta karbon, didiamkan hingga
pelarutnya menguap (± 40 menit).
E. coli penghasil enzim GDH yang telah
diimobilisasi pada permukaan elektrode,
kemudian dilapisi dengan membran dialisis,
ditutup dengan jaring nilon dan diikat
dengan parafilm. Elektrode kemudian
direndam dalam larutan garam (NaCl
fisiologis) pada suhu 5ºC ketika tidak
digunakan, untuk memberikan keadaan yang
sama dengan lingkungan sebenarnya, atau
elektrode dapat langsung digunakan untuk
pengukuran aktivitas GDH E. coli metode
elektrokimia.
Imobilisasi sel E.coli dengan
menggunakan nanokomposit Zeolit
Zeolit yang digunakan dalam penelitian
ini berasal dari Bayah, Banten. Matrik
nanokomposit zeolit yang digunakan dibuat
bervariasi 25 mg, 50 mg, 100 mg, 250 mg
disuspensikan ke dalam larutan bufer fosfat
pH 7 yang mengandung E. coli penghasil
enzim GDH dan campuran reaksi
selanjutnya didiamkan selama 24 jam dan
diaduk secara konstan pada suhu 100C.
Campuran selanjutnya disentrifugasi dan
dipisahkan suspensinya. Suspensi dicuci
dengan NaCl 0,85% beberapa kali dan
disentrifugasi kembali. Sel bakteri E.coli
yang telah diimobilisasi selanjutnya
dikeringkan pada suhu 40C.
Sepuluh mikroliter larutan suspensi sel E
.coli (OD E. coli =5,8) diteteskan pada
elektrode pasta karbon, didiamkan hingga
pelarutnya menguap ( ± 30 menit).

E. coli penghasil enzim GDH yang telah
diimobilisasi dalam matriks zeolit pada
permukaan elektrode, kemudian dilapisi
dengan membran dialisis, ditutup dengan
jaring nilon dan diikat dengan parafilm.
Elektrode kemudian direndam dalam larutan
garam (NaCl fisiologis) pada suhu 5ºC
ketika tidak digunakan, untuk memberikan
keadaan yang sama dengan lingkungan
sebenarnya. Elektrode dapat langsung
digunakan untuk pengukuran aktivias GDH
metode elektrokimia.
Pengukuran Elektrokimia
Pengukuran elektrokimia dilakukan
dengan menggunakan alat potensiostat/
galvanostat
eDAQ
Potentiostat
dan
komputer beserta perangkat lunak pengolah
data E.chem. Elektrode yang digunakan
yaitu elektrode Ag/AgCl, platina dan
elektrode pasta karbon-sel bakteri berturutturut sebagai elektrode rujukan, pembantu,
dan
kerja.
Parameter
pengukuran
disesuaikan sebagai berikut:
Mode
: Cyclic
Initial
: -400 mV
Final
: 600 mV
Rate
: 250 mV/s
Step W
: 20 ms
Upper E : 600 mV
Lower E : -400 mV
Range
:5V
Pengoptimalisasian Aktivitas GDH Sel
Bakteri E. coli Terimobilisasi
Optimalisasi yang dilakukan adalah
optimalisasi suhu (25-350C), pH (7-11),
konsentrasi PQQ (0,1–6 µM), konsentrasi
glukosa (0,5-20 mM). Kombinasi dan
parameter yang dioptimalisasi dapat dilihat
di Lampiran 5 dan 6.
Parameter Kinetika
Penentuan parameter kinetika dilakukan
setelah diperoleh kondisi optimum bagi
aktivitas GDH imobilisasi (suhu, pH, [PQQ],
dan [glukosa]). Prosedur secara umum
adalah sama, namun pada uji kinetika,
konsentrasi substrat glukosa divariasikan,
yaitu dengan memvariasikan konsentrasi
glukosa antara 0,5 – 75 mM.
Parameter kinetika GDH E. coli
yang diimobilisasi ditentukan dengan
menggunakan persamaan Michaelis-Menten
:

5

pada saat kawat Ag/AgCl hitam keabuan
yang cukup tebal (± 30 menit proses
elektrolisis). Kawat Ag/AgCl yang telah
terbentuk kemudian dikeringkan di udara
terbuka.
adalah respon arus maksimum
Dengan
yang terukur (apparent),
adalah
konstanta Michaelis-Menten (apparent) dan
[glukosa] adalah konsentrasi glukosa.
Selanjutnya dari persamaan Michaelis–
Menten dibuat kurva dari turunan persamaan
Michaelis-Menten, yaitu plot LineweaverBurk (Trivadila 2011).
Stabilitas Aktivitas GDH Sel Bakteri
E .coli
Stabilitas aktivitas enzim GDH E. coli
imobilisasi dapat ditentunkan setelah
diperoleh kondisi optimal. Penentuan
stabilitas dilakukan pada bakteri E.coli tanpa
nanokomposit
zeolit
dan
dengan
nanokomposit zeolit. Proses pengukuran
sama seperti tahap optimalisasi. Akan tetapi
pengukuran dilakukan setiap 2 jam sekali
hingga 48 jam.

HASIL DAN PEMBAHASAN
Pembuatan Elektrode Pembanding
Ag/AgCl
Larutan KCl sebagai larutan elektrolit
yang digunakan untuk proses pelapisan
AgCl pada kawat Ag. Baterei digunakan
sebagai sumber arus pada proses elektrolisis.
Ujung-ujung kutub baterei disambung
dengan kabel yang ada penjepit, agar
memudahkan
dalam
menghubungkan
dengan kawat perak yang akan dielektrolisis.
Kawat perak yang telah disiapkan
dihubungkan pada masing masing kutub
baterei, dicelupkan ke dalam larutan KCl 1
M untuk dielektrolisis. Proses elektrolisis
dilakukan selama 1,5 menit. Kawat Ag pada
kutub positif baterei sebagai anode
sedangkan kawat Ag pada kutub negatif
baterei sebagai katode. Pada katode akan
terjadi proses reduksi sedangkan pada anode
akan terjadi proses oksidasi. Kawat Ag pada
katode akan terlapisi oleh AgCl yang
berwarna
hitam
keabuabuan.
Lama
elektrolisis berpengaruh pada ketebalan
AgCl pada kawat Ag, semakin lama
prosesnya maka akan semakin tebal sampai
batas tertentu, dan semakin sebentar
prosesnya maka akan semakin tipis
ketebalannya. Ketebalan optimum berada

Penentuan Kinerja Elektrode
Pembanding Ag/AgCl
Pengukuran arus puncak K3Fe(CN)6
0,01M dalam elektrolit pendukung natrium
perklorat (NaClO4) 0,1 M dengan
menggunakan tekhnik voltametri siklik
seperti yang dicantumkan pada Gambar 2
mengungkapkan bahwa arus puncak anodik
(ipa) rata-rata diperoleh pada potensial
+280,99 mV dan arus puncak katodik (ipc)
rata-rata diperoleh pada potensial +222,49
mV. Berdasarkan nilai potensial puncak
anodik dan katodik ini, jumlah elektron (n)
yang terlibat dalam reaksi dapat ditentukan
dengan Persamaan Nernst sebagai berikut :

dengan ∆Ep = |Epa – Epc|
Dari persamaan diatas, jumlah elektron yang
terlibat pada pengukuran larutan K3Fe(CN)6
0,01 M adalah sebagai berikut :

Nilai n mendekati 1 mengindikasikan bahwa
jumlah elektron yang terlibat (n) bersesuaian
dengan nilai n pada reaksi oksidasi-reduksi
[Fe(CN)6]3- yang hanya melibatkan satu
elektron, seperti yang diperlihatkan pada
reaksi berikut ini :
1. Reaksi reduksi
:
[Fe(CN)6]3- + e- → [Fe(CN)6]42. Reaksi Oksidasi :
[Fe(CN)6]4- → [Fe(CN)6]3- + eDisamping itu, selain berdasarkan analisis
nilai potensial pengukuran, jumlah elektron
yang terlibat dapat dihitung berdasarkan
perbandingan arus puncak anodik dan
katodik yang diperoleh
Hal ini tidak jauh berbeda dengan
elektrode Ag/AgCl komersial Dapat
diketahui bahwa elektrode pembanding
Ag/AgCl yang telah dibuat layak untuk
dijadikan elektrode pembanding, dikarena

6

memiliki nilai yang tidak jauh berbeda
dengan nilai potensial pada elektrode
komersial yaitu dengan kisaran 0,21-0,25 V.
(Amazon 2010).
NaOCl4
K3FeCN6
8
6

2
0
-2
-4
-6
-8

(a)

-10
0,0

0,2

0,4

0,6

4
[ PQQ}

K3Fe(CN)6 0,01

Gambar 2 Voltamogram siklik pada pengukuran larutan
K3Fe(CN)6 0,01 M

6

MgSO4
< -0,5
-0,5 - 0,0
0,0 - 0,5
0,5 - 1,0
1,0 - 1,5
> 1,5

5

NaClO4 0,1 M

Contour Plot of MgSO4 vs [PQQ} ; pH

Contour Plot of MgSO4 vs [PQQ} ; [Glukosa]
6

E (V vs Ag/AgCl)

Hold Values
Suhu 30
pH 6

3

4

MgSO4
< 0,0
0,0 - 0,4
0,4 - 0,8
0,8 - 1,2
1,2 - 1,6
> 1,6

3

Hold Values
Suhu
30
[Glukosa] 15

5

[ PQQ}

-0,2

2

2

1

1

10

12

14

16

18

5,0

20

5,5

[Glukosa]

Pengoptimuman Aktivitas GDH
Imobilisasi Sel Bakteri E.coli Tanpa
Nanokomposit Zeolit
Penentuan aktivitas GDH ditunjukkan
pada Lampiran 4 (tanpa maupun dengan
nanokomposit zeolit). Voltamogram pada
Lampiran 5 yang telah diperoleh kemudian
dianalisis untuk mendapatkan nilai kenaikan
puncak arus oksidasi yang terjadi. Gambar
2 menunjukkan mekanisme reaksi oksidasi
glukosa yang dikatalis oleh GDH E. coli
imobilisasi pada permukaan elektrode pasta
karbon dengan Q0 sebagai mediator.

(c)

6,5

7,0

(d)

Contour Plot of MgSO4 vs [Glukosa]; pH
20

Contour Plot of MgSO4 vs [PQQ} ; Suhu
MgSO4
< 0,4
- 0,6
- 0,8
- 1,0
- 1,2
- 1,4
- 1,6
> 1,6

6

0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4

18

[ Glukosa]

6,0

pH

16

Hold Values
Suhu
30
[PQQ} 3,05

14

MgSO4
< -1,0
- -0,5
- 0,0
- 0,5
- 1,0
- 1,5
> 1,5

-1,0
-0,5
0,0
0,5
1,0

5

4
[ PQQ}

-0,4

(b)

Hold Values
pH
6
[Glukosa] 15

3

2
12
1

10
5,0

5,5

6,0

6,5

7,0

25,0

27,5

pH

30,0

(e)

35,0

(f)
Contour Plot of MgSO4 vs [Glukosa]; Suhu

Contour Plot of MgSO4 vs pH; Suhu
7,0

20

MgSO4
< 0,0
0,0 - 0,5
0,5 - 1,0
1,0 - 1,5
> 1,5

6,5

pH

32,5

Suhu

Hold Values
[Glukosa] 15
[PQQ}
3,05

6,0

MgSO4
< 0,0
0,0 - 0,5
0,5 - 1,0
1,0 - 1,5
> 1,5

18

[ Glukosa ]

arus, I (µA)

4

dilepaskan akan ditangkap oleh Q0 yang
berfungsi sebagai mediator. Substrat yang
teroksidasi akan membentuk asam glukonat
dan elektron yang dihasilkan sebanding
dengan nilai arus yang terbaca. Gambar 3
menunjukkan kontur hubungan antara
berbagai faktor dan puncak arus oksidasi
yang
dihasilkan.
Berdasarkan
hasil
pengoptimalisasian
diperoleh
kondisi
optimal aktivitas GDH E. coli
yang
diimobilisasi tanpa nanokomposit zeolit
adalah pada suhu 30°C, pH 6, konsentrasi
glukosa 15 mM, dan konsentrasi PQQ
2,6009 µM.

Hold Values
pH
6
[PQQ} 3,05

16

14

5,5
12

5,0
25,0

27,5

30,0

Suhu

32,5

35,0

10
25,0

27,5

30,0

32,5

35,0

Suhu

Gambar 4 Alur kontur pada aktivitas GDH E.coli
tanpa matriks imobilisasi nanokomposit
zeolit, hubungan antara konsentrasi
glukosa dan konsentrasi PQQ (a), pH dan
konsentrasi PQQ (b), pH dan konsentrasi
glukosa (c), suhu dan konsentrasi PQQ
(d),suhu dan pH (e) dan konsentrasi
glukosa terhadap puncak arus oksidasi (f).

Gambar 3 Oksidasi glukosa dengan katalis PQQGDH
dan mediator Qo (Ikeda et al. 2001)

Elektron yang dihasilkan pada proses
oksidasi glukosa membentuk asam glukonat
dengan GDH sebagai katalis menghasilkan
respon arus yang terukur (Trivadila 2006).
Substrat glukosa teroksidasi, elektron yang

Ito et al. 2002 melaporkan hasil
pengoptimuman sel E. coli K-12 (IFO3301)
terhadap larutan bufer fosfat, dengan hasil
optimum pada pH 6,5-7. Iswantini et al.
(2011) melakukan penelitian dan diperoleh
kondisi optimum aktivitas GDH sel bakteri

7

E. coli pada larutan bufer fosfat pH 6,5,
konsentrasi PQQ 4,6 µM, dan konsentrasi
glukosa 20 mM. Hapsari 2011 memperoleh
kondisi optimum pada suhu 30 °C, pH
larutan bufer fosfat 6, konsentrasi glukosa
10,25 mM dan konsentrasi PQQ 3,05 µM .
Dapat diketahui bahwa hasil yang diperoleh
pada penelitian ini dan sebelumnya, yang
aktivitas optimum GDH sel bakteri E. coli
berada pada kisarann pH 6,5-7, dan suhu
30°C.

Pencampuran sel bakteri E. coli dengan
larutan bufer fosfat pH 6,5 sangat
berpengaruh terhadap pergeseran nilai pH
optimum. Hal ini dikarenakan sel bakteri E.
coli dijerap terlebih dahulu dengan
nanokomposit zeolit yang telah dilarutkan
dengan bufer fosfat pH 6,5 sebelum proses
imobilisasi sel bakteri pada permukaan
elektrode. Oleh karena itu, sel bakteri telah
terstabilkan oleh penjerapan.
Jika dibandingkan dengan penelitian
Hapsari (2011) yang mengimobilisasi sel E.
coli menggunakan glutaraldehida sebagai
matriks imobilisasi kondisi optimum yang
didapat adalah suhu 30°C, pH 6, konsentrasi
glukosa 10,25 mM, konsentrasi PQQ 3,05
µM, dan glutaraldehida 12,5 µL. Suhu, pH
dan konsentrasi PQQ optimum yang
diperoleh
adalah
sama.
Sedangkan
konsentrasi glukosa optimum berbeda.
Konsentrasi
glukosa
optimum
yang
dihasilkan pada penelitian Hapsari sedikit
lebih rendah dari pada penelitian ini. Karena
GDH yang dihasilkan oleh E. coli dengan
pembahan matriks glutaraldehida lebih
mudah
mengikat
enzim,
sehingga
konsentrasi glukosa yang dibutuhkan lebih

(b)

Hold Values
Suhu
30
pH
6
[ Glukosa] 15

[ Zeolit ]

[ Zeolit ]

150

MgSO4
< -5,0
- -2,5
- 0,0
- 2,5
- 5,0
- 7,5
> 7,5

-5,0
-2,5
0,0
2,5
5,0

200

100

150

(d)

6

Hold Values
Suhu
30
pH
6
[ PQQ] 3,05

4

Hold Values
Suhu
30
pH
6
[ Zeolit] 137,5

3

100

(e)
Contour Plot of MgSO4 vs [PQQ]; pH

Contour Plot of MgSO4 vs [Zeolit]; pH
6

250

MgSO4
< 0
0 - 2
2 - 4
4 - 6
6 - 8
> 8

5

[ PQQ]

MgSO4
< -6
- -3
- 0
- 3
- 6
- 9
> 9

-6
-3
0
3
6

200

(c)
Contour Plot of MgSO4 vs [ PQQ] ; [ Glukosa]

Contour Plot of MgSO4 vs [Zeolit]; [Glukosa]
250

150

MgSO4
< -4
- -2
- 0
- 2
- 4
- 6
- 8
> 8

100

Hold Values
Suhu
30
[ Glukosa] 15
[ PQQ]
3,05

-4
-2
0
2
4
6

200

[ Zeolit ]

(a)
Contour Plot of MgSO4 vs [Zeolit]; [PQQ]
250

2

MgSO4
< -2
-2 - 0
0 - 2
2 - 4
4 - 6
6 - 8
> 8

5

4
[ PQQ]

Pengoptimuman Aktivitas GDH sel
Bakteri E.coli Dengan Nanokomposit
Zeolit
Data hasil pengoptimuman aktivitas
GDH E. coli imobilisasi dengan matriks
nanokomposit zeolit ditunjukkan pada
Lampiran 6. Gambar 4 menunjukkan alur
kontur hubungan berbagai variasi parameter
optimalisasi dan puncak arus oksidasi yang
dihasilkan.
Hasil pengoptimalisasian menghasilkan
GDH E. coli yang diimobilisasi dengan
nanokomposit zeolit tidak jauh berbeda
dengan kondisi optimum yang dihasilkan
oleh GDH E. coli yang diimobilisasi tanpa
menggunakan matriks nanokomposit zeolit,
yaitu pada suhu 30 °C, pH 6, konsentrasi
glukosa 15,00 mM, konsentrasi PQQ 3,050
µM, dan nanokomposit zeolit 137,50 mg.

Hold Values
Suhu
30
[Glukosa]
15
[Zeolit]
137,5

3

2

1

1
50

50

50
5,0

4

5

6

10

12

[PQQ]

16

18

10

20

12

[Glukosa]

Contour Plot of MgSO4 vs [Glukosa]; pH
20

16

14

Hold Values
Suhu
30
[PQQ] 3,05
[Zeolit] 137,5

250

16

18

20

5,0

5,5

150

Contour Plot of MgSO4 vs [PQQ]; Suhu

Hold Values
pH
6
[ Glukosa] 15
[ PQQ]
3,05

100

6,0

6,5

5,5

6,0

6,5

7,0

pH

7,0

pH

6

MgSO4
< -5,0
- -2,5
- 0,0
- 2,5
- 5,0
- 7,5
> 7,5

-5,0
-2,5
0,0
2,5
5,0

200

[ Zeolit ]

14

[Glukosa]

Contour Plot of MgSO4 vs [Zeolit]; Suhu
MgSO4
< -5,0
- -2,5
- 0,0
- 2,5
- 5,0
- 7,5
> 7,5

-5,0
-2,5
0,0
2,5
5,0

18

[ Glukosa]

14

Contour Plot of MgSO4 vs [Glukosa]; Suhu
20

MgSO4
< 0
0 - 2
2 - 4
4 - 6
6 - 8
> 8

5

4

Hold Values
pH
6
[ Glukosa]
15
[ Zeolit]
137,5

3

Contour Plot of MgSO4 vs pH; Suhu
7,0

MgSO4
< 0
0 - 2
2 - 4
4 - 6
6 - 8
> 8

18

16

Hold Values
pH
6
[PQQ] 3,05
[Zeolit] 137,5

14

MgSO4
< 0
0 - 2
2 - 4
4 - 6
6 - 8
> 8

6,5

pH

3

[ Glukosa]

2

[ PQQ]

1

Hold Values
[Glukosa]
15
[PQQ]
3,05
[Zeolit]
137,5

6,0

2
5,5

12

12

1

50
10
5,0

5,5

6,0

pH

(f)

6,5

7,0

25,0

27,5

30,0

Suhu

(g)

32,5

35,0

25,0

27,5

30,0

32,5

Suhu

(h)

35,0

10
25,0

27,5

30,0

Suhu

(i)

32,5

35,0

5,0
25,0

27,5

30,0

32,5

Suhu

(j)

Gambar 5 Alur kontur pada aktivitas GDH dengan matriks nanokomposit zeolit, hubungan antara konsentrasi PQQ dan
nanokomposit zeolit (a), konsentrasi glukosa dan nanokomposit zeolit (b), konsentrasi PQQ dan konsentrasi
glukosa (c), pH dan nanokomposit zeolit (d), pH dan konsentrasi PQQ (e), pH dan konsentasi glukosa (f),
nanokomposit zeolit dan suhu (g), konsentrasi PQQ dan suhu (h), konsentrasi glukosa dan suhu (i), pH dan
suhu terhadap puncak arus oksidasi (j).

35,0

8

sedikit daripada nanokomposit zeolit.
Terlihat dari nilai KM app yang lebih kecil
pada GDH dengan penambahan matriks
glutaraldehida
dibandingkan
dengan
penambahan matriks naokomposit zeolit.
Dikarenakan nilai KM app yang kecil
mengartikan bahwa enzim mengikat substrat
dengan kuat sehingga dengan subtrat yang
sedikit cukup untuk menjenuhkan enzim,
karena mudahnya proses pengikatan maka
lebih dibutuhkan sedikit konsentrasi glukosa
untuk menaikkan arus jika dibandingkan
dengan matriks nanokomposit zeolit.
Terdapat perbedaan pada parameter
konsentrasi glukosa dan konsentrasi PQQ
yang
didapat.
Penambahan
matriks
nanokomposit
zeolit
memerlukan
konsentrasi glukosa yang lebih tinggi untuk
menaikkan arus GDH E. coli sedangkan
konsentrasi PQQ yang diperlukan pada
penggunaan matriks nanokomposit zeolit
lebih
rendah
dibandingkan
dengan
glutaraldehida.
Hasil pengoptimalisasian menggunakan
matriks nanokomposit zeolit diperoleh
bahwa arus GDH E. coli yang dihasilkan
sepuluh kali lebih tinggi jika dibandingkan
tanpa
matriks
nanokomposit
zeolit.
Ditunjukkan dengan arus optimum yang
dihasilkan GDH E. coli imobilisasi adalah
sebesar 11,840 µA, sedangkan jika
menggunakan glutaraldehida hanya 2 kali
lebih besar, yaitu diperoleh arus optimum
sebesar 1,290 µA. Kemampuan zeolit dalam
meningkatkan puncak arus ini bisa
disebabkan karena sifatnya yang hidrofilik
karena adanya gugus –OH di sekitar pori
sehingga baik untuk digunakan sebagai
matriks imobilisasi enzim (Valdes et al.
2006).
Selain
itu
zeolit
memiliki
karakteristik yang unik, di antaranya stabil
pada suhu yang tinggi, tahan terhadap
pelarut organik dan sifatnya yang keras.
Sehingga lebih stabil terhadap tekanan
mekanik
yang
tinggi,
dan
akan
menyebabkan enzim yang terjerap akan
lebih banyak. Selain itu rangka dan pori dari
struktur zeolit yang beraturan menyebabkan
selektivitas dan reprodusibilitas yang akan
dihasilkan tinggi (Valdes et al. 2006).
Hasil pengoptimuman dilihat dari kontur
hubungan antara GDH E. coli yang
diimobilisasi dengan nanokomposit zeolit
ataupun tanpa nanokomposit zeolit tidak
jauh berbeda. Hal ini disebabkan kisaran
daerah optimum sel GDH E.coli tidak
berubah walaupun ada penambahan matriks
lainnya.
Untuk
pengoptimalisasi

menggunakan glutaraldehida pun diperoleh
banyak kesamaan, hanya terjadi perbedaan
pada konsentrasi glukosa. Dapat diketahui
bahwa adanya matriks imobilisasi hanya
berpengaruh terhadap parameter konsentrasi
glukosa saja.
Kinetika Enzim Glukosa Dehidrogenase
Imobilisasi
Penentuan parameter kinetika enzim
dilakukan
untuk
melihat
pengaruh
konsentrasi substrat glukosa terhadap
aktivitas GDH E. coli imobilisasi, maka
dilakukan pengukuran aktivitas GDH
dengan variasi konsentrasi 0,5-75 mM. Data
hasil pengoptimuman ditunjukkan pada
Lampiran 8. Parameter kinetika enzim
imobilisasi adalah tetapan Michaelis-Menten
nyata (KM app) dan laju reaksi nyata (Vmaks
yang dianalogikan dengan arus
app)
maksimum nyata (Imaks app).
Hubungan konsentrasi substrat dan
aktivitas GDH E. coli tanpa maupun dengan
matriks nanokomposit zeolit ditunjukkan
pada Gambar 5.

Gambar 6 Hubungan konsentrasi glukosa dan aktivitas
GDH

Berdasarkan kurva hubungan konsentrasi
glukosa dengan aktivitas GDH, terjadi reaksi
dalam 2 tahap: pada kisaran konsentrasi 0,520 mM reaksi berada pada fase pertama,
pada saat tidak semua sisi aktif GDH
mengikat substrat glukosa. Kemudian fase
kedua terjadi pada kisaran konsentrasi 20-50
mM, tapak aktif GDH telah mengikat
substrat glukosa seluruhnya, dan pada saat
itu enzim telah bekerja dengan kapasitas
penuh. Penambahan konsentrasi glukosa
lebih dari 50 mM dan yang lebih tinggi tidak
memengaruhi aktivitas GDH.
Kurva lineraritas hubungan antara
konsentrasi glukosa dan aktivitas enzim
GDH ditunjukkan pada Gambar 6. Adanya
matriks nanokomposit zeolit memiliki

9

kisaran linearitas yang lebih lebar
dibandingkan dengan tanpa nanokomposit
zeolit, yaitu antara 0-55 mM untuk
penggunaan matriks nanokomposit zeolit
dan 0-50 mM untuk tanpa matriks
nanokomposit zeolit. Begitu pula dengan
nilai R2 dengan matriks nanokomposit zeolit
diperoleh lebih tinggi daripada tanpa
nanokomposit zeolit. Dapat menunjukkan
bahwa GDH E. coli dengan matriks
nanokomposit zeolit berpotensi memberikan
hasil pengukuran yang lebih tepat
dibandingkan tanpa nanokomposit zeolit
Kisaran ini lebih lebar dibandingkan dengan
Hapsari (2011) yang melakukan imobilisasi
GDH E. coli dengan matriks glutaraldehida
yaitu 0-30 mM. Gaikward (2006) yang
melakukan imobilisasi GOD dengan tautsilang glutaraldehida memperoleh kisaran
linear pada 0-50 mM.

Gambar 7 Linearitas konsentrasi glukosa
dengan aktivitas GDH

Penentuan parameter-parameter kinetika
enzim yaitu berdasarkan KM app dan Imaks app
menggunakan metode Lineweaver-Burk.
Gambar 7 menunjukkan kurva LineaweaverBurk, yaitu hubungan antara 1/ Ipa dan 1/
[glukosa].

.

Gambar 8 Plot Libeweaver-Bulk sel bakteri E.coli
imobilisasi

Nilai KM app ditunjukkan pada Tabel 1.
Nilai KM app sel bakteri E. coli dengan
nanokomposit zeolit diperoleh lebih besar
dibandingkan
dengan
tanpa
matriks
nanokomposit zeolit. Begitu pula nilai Imaks
app dengan nanokomposit zeolit. Nilai KM app
yang dihasilkan pada enzim GDH sel bakteri
E. coli ialah 0,720 mM. Sedangkan pada sel
bakteri matriks nanokomposit zeolit
diperoleh 1,4580 mM.
Tabel 1 Nilai parameter kinetika sel bakteri E.coli
Metode

LineweaverBurk

GDH sel Bakteri
E.coli
Imaks app
(µA)
0,307

KM app
0,720

Penjerapan
Nanokomposit
Zeolit
Imaks app
KM app
(µA)
2,2573
1,4580

Nilai KM merupakan ukuran kuat atau
lemahnya enzim dalam mengikat substrat.
Maka jika diperoleh nilai KM kecil,
menandakan bahwa enzim mengikat kuat
substrat sehingga dengan jumlah substrat
yang sedikit cukup untuk menjenuhkan
enzim. Begitu pula sebaliknya jika diperoleh
nilai KM besar, menunjukkan bahwa enzim
tidak terlalu dapat mengikat substrat
sehingga substrat yang dibutuhkan untuk
menjenuhkan
enzim
lebih
banyak.
Berdasarkan penelitian ini, dapat diketahui
bahwa
adanya
nanokomposit
zeolit
menghasilkan KM app yang lebih besar
dibandingan dengan KM app tanpa matriks
nanokomposit zeolit. Adanya penambahan
zeolit sebagai matriks imobilisasi dapat
diartikan bahwa GDH E.coli dengan
penambahan nanokomposit zeolit tidak
terlalu dapat mengikat substrat glukosa
dibandingkan
dengan
tanpa
ada
nanokomposit zeolit. Jika dibandingkan
dengan Hapsari (2011) yang menggunakan
glutaraldehida sebagai matriks imobilisasi
KM app yang diperoleh pada penelitian
tersebut juga lebih besar dibandingkan
dengan penggunaan matriks nanokomposit
zeolit. Hal ini dapat disebabkan, pada
glutaraldehida terjadi taut-silang antara
gugus asam amino pada GDH E. coli dengan
glutaraldehida, sehingga lebih bisa mengikat
substrat glukosa. Selain adanya penambahan
BSA pada glutaraldehida dapat mengurangi
denaturasi enzim. Yakni dengan cara
memblok kelebihan gugus fungsional yang
aktif (Cao 2005). Adanya ikatan taut-silang
intramolekul yang berlebihan didalam enzim
dapat dihindari sehingga taut-silang antar
molekul enzim dan stabilitasnya dapat
ditingkatkan. Sedangkan pada nanokomposit

10

zeolit hanya dapat meningkatkan puncak
arus anodik sehingga memiliki potensi
sebagai reagen biofungsional yang dapat
meningkatkan efektivitas biosensor glukosa
berbasis E. coli.
Stabilitas Enzim Glukosa Dehidrogenase
Sel Bakteri E. coli Imobilisasi
Penggunaan voltametri juga dapat
dilakukan untuk menentukan stabilitas dari
aktivitas GDH sel bakteri E. coli.
Pengukuran aktivitas dilakukan setelah
imobilisasi diperoleh kondisi optimum bagi
aktivitas GDH sel bakteri E. coli. Hubungan
waktu dan arus yang menunjukkan aktivitas
GDH sel bakteri E. coli diukur pada menit
ke-0 dan kestabilan setelah 48 jam, dengan
selang waktu 30 menit, 1 jam dan 6 jam.
Stabilitas dan selektivitas sangat
dibutuhkan dalam proses imobilisasi enzim.
Aktivitas enzim sangat dipengaruhi oleh
adanya perubahan suhu dan pH yang
ekstrim, karena dapat membuat enzim
mudah terdenaturasi. Untuk menjaga fungsi
katalitik enzim pada kondisi ekstrim
dilakukan imobilisasi pada permukaan
material penyangga padat. Selain itu
imobilisasi dapat meningkatkan kestabilan
enzim, dan mempermudah pemisahan
produk, sehingga tidak perlu dilakukan
proses lebih lanjut seperti penghilangan
enzim.
Stabilitas GDH ditunjukkan pada
Gambar 8 baik menggunakan nanokomposit
zeolit ataupun tidak. Stabilitas GDH
dilakukan pada 0 hingga 6 jam setiap 1 jam,
lalu 12 jam, 24 jam, dan 48 jam. Gambar
tersebut menunjukkan bahwa stabilitas GDH
baik dengan nanokomposit zeolit ataupun
tanpa nanokomposit zeolit tidaklah jauh
berbeda. Saat waktu 30 menit aktivitas sel
GDH baik tanpa ataupun dengan
nanokomposit zeolit mengalami penurunan
masing-masing 52,8% dan 53,72%. GDH sel
bakteri E. coli tanpa nanokomposit zeolit
setelah 3 jam tidak menghasilkan puncak
arus oksidasi. Akan tetapi sel bakteri yang
diimobilisasi oleh nanokomposit zeolit
masih menghasilkan puncak arus oksidasi
hingga 48 jam. Penelitian Trivadila (2006),
aktivitas GDH E. coli imobilisasi turun
setelah 6 jam. Hasil Penelitian ini
menunjukkan bahwa adanya nanokomposit
zeolit yang menjerap sel bakteri E.coli dapat
meningkatkan stabilitas enzim GDH.
Walaupun
dapat
meningkatkan
kestabilan GDH E. coli, adanya penambahan

zeolit sebagai matriks imobilisasi pada sel
bakteri E. coli tidak serta merta dapat
memberikan stabilitas yang cukup baik.
Tatiana et al (2010) dan Hapsari (2011)
melakukan penelitian stabilisasi sel bakteri
E. coli menggunakan glutaraldehid, kedua
penelitian i