Sel Superfisial D. Sel Superfisial terkornifikasi

Durrant BS, Olson MA, Amodeo D, Anderson A, Russ KD, Campos-Morales R, Gual-Sill Fand Ramos-Garza J. 2003. Vaginal cytology and vulvar swelling as indicators of impending estrous and ovulation in giant panda Ailuropoda melanoleuca . J Zoo Biol. 22: 313-321. Elizabeth S, Williams, Thorne ET, Kwiatkowski DR, Lutz K, Anderson SL. 1992. Comparative vaginal cytology of the estrous cycle of black-footed ferrets Mustela nigripes, Siberian polecats M. eversmanni, and domestic ferrets M. putorius furo. J Vet Diagnos Invest . 4: 38-44. Frederick C, Kyes R, Hunt K, Collins D, Durrant B, Wasser SK. 2010. Methods of estrous detection and correlates of the reproductive cycle in the sun bear Helarctos malayanus. Theriogenology 74: 1121-1135. Gordon IAN. 1997. Controlled Reproduction in Horses, Deer, and Camelids. Volume 4. Cab International, 1997. Hamasaki SI, Yamauchi K, Ohki T, Murakami M, Takahara Y, Takeuchi Y, Mod Y. 2001. Comparison of various reproductive status in sika deer Cervus nippon using fecal steroid analysis. J Vet Med Sci. 632: 195-198. Heistermann M, Tari S, Hodges JK.1993. Measurement of fecal steroids for monitoring ovarian function in New-World Primates, Callitrichidae. J Reprod Fertil 99: 243 –251 Heistermann M, Möstl E, Hodges JK. 1995. Non-invasive endocrine monitoring of female reproductive status: Methods and applications to captive breeding and conversation of exotic species. In : Gansloвer U. Hodges JK. And Kammans W. editor. Research And Captive Propagation. Erlangen: Filander verlag GmBH. p 36-48. Heistermann M, Uhrigshardt J, Husung A, Kaumanns W and Hodges JK. 2001. Measurement of faecal steroid metabolites in the lion-tailed macaque Macaca silenus: A non-invasive tool for assessing female ovarian function. J Primate Reprod. 59: 27-42. Heisterman H, Jones SM, Schwarzenberger F. 2008. Reproductive endocrinology of the largest Dasyurids: characterization of ovarian cycles by plasma and fecal steroid monitoring. Part II. The spotted-tailed quoll Dasyurus maculatus . Abstract. Gen Comp Endocr. Hunter RHF. 1995. Fisiologi dan teknologi reproduksi hewan betina domestik. Terjemahan DK Harya Putra. Bandung ID. Penerbit ITB. Johnston SD, Kustritz MR, Olson P. 2001. Canine and Feline. WB Saunders comp. Philadelphia. Theriogenology. pp. 32-40. Judi. 2012. Kajian Perilaku Reproduksi, Preservasi Semen, dan Teknik Inseminasi Buatan pada Muncak Bubalus Sp. di penangkaran. [disertasi]. Bogor ID: Institut Pertanian Bogor. Kapke CA, Arcese P, Ziegler TE, Scheffler GR. 1999. Estradiol and progesterone metabolite concentration in white-tailed deer Odocoileus virginianus feces . J Zoo Wild Med. 30: 361 –371. Kelly RW, Natty KPMC, Moore GH, Ross DM Gibb. 1982. Plasma concentration of LH, prolactin, oestradiol and progesterone in female red deer Cervus elaphus during pregnancy. J Reprod Fertil. 64: 475-483. Kusudaa S, Itsuki A, Koh F, Masato N,Noriko AH, Nozomi G, Sayaka F, Osamu D. 2013. Reproductive characteristics of female lesser mouse deers Tragulus javanicus based on fecal progestagens and breeding records. Anim Reprod Sci. 137:69 –73. Li C, Jiang Z, Jiang G, Fang J. 2001. Seasonal changes of reproductive and fecal steroid concentrations in Pere David’s deer. Horm Behav. 40: 198-215. Mauget R, Mauget C, Dubost G, Charrron F. 2007. Non-invasive assessment of reproductive status in Chinese water deer Hydroptes inermis: correlation with sexual behavior. J Mammal Biol. 72: 14-26. McDonald LD. 1989. Reproductive patterns of dogs. In: McDonald LE. Ed. Veterinary Endocrinology and Reproduction. 4 th Ed. Lea and Febiger. Philadelphia, London. pp.545-547. Moxon, R, Copley D, England GCW. 2010. Quality assurance of canine vaginal cytology: A preliminary study. Theriogenology 74:479-485 Najamudin, Rusdin, Sriyanto, Amrozi, S. Agungpriyono, Yusuf TL. 2010. Penentuan siklus estrous pada Kancil Tragulus javanicus berdasarkan perubahan sitologi vagina. Vet 112: 81-86. Nalley WMM, Handarini R, Rizal M, Arifiantini RI, Yusuf TL, Purwantara B. 2011. Penentuan siklus estrous berdasarkan gambaran sitologi vagina dan profil hormon pada Rusa Timor. Vet 12 2: 98-106. Ola SI, Sanni WA.and Egbunike G. 2006. Exfoliative Vaginal Cytology during the Oestrous Cycle of West African Dwarf Goats. Reprod Nutr Dev. 46: 87- 95. Patzl M, Schwarzenberger F, Osmann C, Bamberg E, Bartmann W. 1998. Monitoring ovarian cycle and pregnancy in the giant anteater Myrmecophaga tridactyla by faecal progestagen and oestrogen analysis. Anim Reprod Sci. 53: 209 –219. PII: S0378- 4320_98.00114 . Pereira RJG, Duarte JMB, Negrao JA. 2005. Seasonal changes in fecal testosterone concentrations and their relationship to the reproductive behavior, antler cycle and grouping patterns in free-ranging male Pampas deer Ozotoceros bezoarticus bezoarticus. Theriogenology. 63: 2113 –2125. Pereira RJG, Polegato BF, De Sauza S, Negrao JA, Duarte JMB. 2006. Monitoring ovarian cycles and pregnancy in brown brocket deer Mazama gouazoubira by measurement of fecal progesterone metabolites. Theriogenology . 65: 387-399. PHKA. 2004. Peraturan Perundang-undangan Bidang Perlindungan Hutan dan Pelestarian Alam. Jakarta ID: Sekretaris Direktorat Jenderal PHKA Departemen Kehutanan. Plotka ED, Seal US, Schmoller GS, Karns PD, Keenlyne KD. 1976. Reproductive steroids in the white tailed deer Odocoileus virginianus borealis. I. Seasonal changes in the female. Marshfield Medical Foundation inc. Biology of Reproduction. 340-343. Plotka ED, Seal US, Louis J, Verme, Ozoga JJ. 1977. Reproductive steroids in the white tailed deer Odocoileus virginianus borealis. II. Progesteron and Estrogen Level in pheripheral plasma during prtotal estrogennancy. J Biol Reprod . 17: 78-83. Plotka ED, Seal US, Louis J, Verme, Ozoga JJ. 1980. Reproductive steroids in deer III. Luteinizing hormone, Estradiol and Progesterone around estrous. J Biol Reprod . 22: 576-581. Rao PR, RAO AR, Sreeraman PK. 1979. A note on the utility of vaginal cytology in detecting oestrous cycle and certain reproductive disorders in bovines. J Anim Sci. 49:391-395. Schwarzenberger F, Patzl M, Francke R, Ochs A, Buiter R, Schaftenaar W, de Meurichy W. 1993. Fecal progestagen evaluations to monitor the estrous cycle and pregnancy in the Okapi Okapia johnstoni. Zoo Biol. 12: 549- 559. Schwarzenberger F, Möstl E, Palme R, Bamberg E. 1996. Faecal steroid analysis for non invasive monitoring of reproductive status in farm, wild and zoo animals. Anim Reprod Sci. 42: 515 –526. PII SO378-43209601561-8. Schwarzenberger F, Palme R, Bamberg E, Mo¨stl E. 1997. A review of faecal progesterone metabolite analysis for non-invasive monitoring of reproductive function in mammals. Int J Mammal Biol. 62Suppl. II: 214 – 221. Schwarzenberger F, Rietschel W, Vahala J, Holeckova D, Thomas P, Maltzan J, Baumgartner K, Schaftenaa W. 2000. Fecal progesterone, estrogen, and androgen metabolites for noninvasive monitoring of reproductive function in the female Indian Rhinoceros, Rhinoceros unicornis. Gen Comp Endocr. 119: 300-307. Seier JV, Venter FS, Fincham, Jeand, Taljaard JJF. 1991. Hormonal vaginal cytology of vervet monkeys. J Med Primat. 120:1-5. Semiadi G. 1995. Biology of deer reproduction: A comparation between temperate and tropical species. Review. Buletin Peternakan 19: 9 -18. Semiadi G. 2006. Biologi Rusa Tropis. Pusat Penelitian Biologi. Lembaga Ilmu Pengetahuan Indonesia. Bidang Zoologi. Cibinong ID. 182 hal. Senger PL. 2005. Pathways to Pregnancy and Parturition. Washington, USA: Current Conception Inc. Solis G, Guilera JIA, Rincon RM, Banuelos R, Arechiga CF. 2008. Characterizing cytology ECV in ewes from 60 d of age through parturition. J Anim Sci. 82. Suppl 1. Stoops MA, Anderson GB, Lasley BL, Shideler SE. 1999. Use of fecal steroid metabolites to estimate the pregnancy rate of a fecal sexual steroids in water deer 25 free-ranging herd of tule elk. J Wildl Manag. 63: 561 –569. Thompson KV, Mashbura KL, Monfort SL. 1998. Characterization of estrous cyclicity in the sable antelope Hippotragus niger through fecal progestagen monitoring. Gen Comp Endocr. 112:129-137. Toelihere MR. 1977. Fisiologi Reproduksi pada Ternak . Penerbit Angkasa Bandung ID. Tsiligianni TH, Saratsi A, Besenfelder U, Anastasiadis A, Vainas E, Saratsis PH, Brem G. 2004. The use of cytological examination of vaginal smear CEVS in the selection of rabbits for superovulation. Theriogenology. 61: 989-995. Ulutas PA, Musal B, Kiral F, Bildik A. 2009. Acute phase protein levels in pregnancy and oestrous cycle in bitches. J Research in Vet Sci. 86:373-376 Woodford K. 1991. Reproductive cycles and performance of rusa deer in the tropics and subtropics. In: Deer branch of the New Zealand Veterinary Association. Proceeding of a deer course for veterinarians. Deer branch course p 8:262-267. Zen Z. 1983. Pengamatan perubahan sitologik hapusan vagina kerbau lumpur Bubalus bubalis pada siklus estrus. [thesis]. Bogor ID. Institut Pertanian Bogor. V. PROFIL METABOLIT ESTROGEN DAN PROGESTERON SELAMA PERIODE KEBUNTINGAN PADA MUNCAK Muntiacus muntjak muntjak DI PENANGKARAN MELALUI ANALISIS HORMON NON-INVASIF DARI FESES MENGGUNAKAN ENZYME IMMUNOASSAY Pendahuluan Pemantauan status reproduksi muncak, terutama berdasarkan metabolit estrogen dan progesteron dari feses, masih sangat terbatas. Penelitian mengenai fisiologi reproduksi dasar dapat dilakukan dengan menggunakan metodologi endokrinologis yang memungkinkan untuk pemantauan parameter fisiologis melalui matriks biologis, seperti darah, urin, saliva dan feses Bamberg et al. 1991. Muncak adalah hewan yang sangat mudah stres, sehingga metode monitoring status reproduksi yang dianjurkan adalah non-invasif González dan Duarte 2007; Pereira dan Polegato 2010. Pengukuran metabolit hormon steroid dalam feses banyak digunakan untuk penelitian satwa liar, dimana metode non- invasif ini, tidak menyebabkan stres, praktis, ekonomis dan memungkinkan untuk pengambilan sampel dalam jangka panjang Brown et al. 1994. Rute ekskresi metabolit hormon bervariasi antara spesies serta antara steroid dalam spesies yang sama, sebagai contoh, pada domba 77 metabolit progesteron diekskresikan melalui feses Palme et al. 1996, sedangkan pada kucing domestik adalah 97 Brown et al. 1994. Metabolit hormon yang diidentifikasi dalam feses berasal dari konjugasi hepar dan ekskresi enterik hormon plasma, dimana prosesnya memerlukan waktu selama 12-24 jam pada ruminansia Kapke et al. 1999; Schwarzenberger et al. 1996. Penelitian tentang profil hormon metabolit estrogen dan progesteron telah dilakukan dalam feses hewan domestik, seperti kambing perah Jack 2012 dan satwa liar : badak Sumatera Agil 2007; rusa Sika Ostrowski et al. 2005, rusa Pe`re Davids Li et al. 2001, Hydropotes inermis Mauget et al. 2007. Tujuan penelitian adalah 1 menentukan profil metabolit estrogen dan progesteron selama masa kebuntingan, 2 menentukan umur kebuntingan bisa didiagnosa berdasarkan profil metabolit progesteron dan 3 menentukan lama kebuntingan muncak . Bahan dan Metode Tempat dan waktu Penelitian ini dilakukan di dua tempat, yaitu 1 di kandang percobaan Unit Rehabilitasi Reproduksi dan laboratorium analisis hormon Fakultas Kedokteran Hewan IPB, meliputi kegiatan koleksi sampel feses Januari 2010-Desember 2011, pengeringan dan penghalusan sampel feses Januari-Mei 2012; 2 Laboratorium Biokimia University of Veterinary Medicine Vienna Austria, meliputi kegiatan ekstraksi dan analisis hormon Oktober-Desember 2012. Hewan dan koleksi sampel feses Penelitian ini menggunakan dua ekor muncak betina berumur 1,5-3 tahun dengan berat badan ±20 kg dan satu ekor muncak jantan subur berumur 4-5 tahun dengan berat badan ±22 kg. Semua hewan dalam kondisi sehat dan tidak cacat. Penggunaan muncak sebagai materi penelitian dengan izin dari Kepala BKSDA Provinsi Jawa Tengah. Muncak dipelihara dalam kandang individu berukuran 1x2 m 2 yang dihubungkan dengan area exercise seluas 6x7 m 2 dinding kandang terbuat dari ram kawat dan berlantai semen, sedangkan alas untuk tempat tidur dari papan dibuat lebih tinggi ±10 cm. Kandang dilengkapi dua buah ember kecil sebagai tempat pakan konsentrat dan air minum. Pembersihan kandang dilakukan setiap hari dan pada pagi hingga sore hari muncak dilepas di kandang exercise. Pakan yang diberikan terdiri dari: wortel ±2 kghari, hijauan segar ±8-10 kghari dan konsentrat komersial 250 ghari. Pemberian pakan dilakukan 3 kalihari dan air minum diberikan secara ad-libitum. Koleksi sampel feses segar secara individual dilakukan dua kali per minggu, sebanyak 10-20 g per tabung film, kemudian disimpan dalam suhu -20 o C. Setelah sampel terkumpul, maka tahap selanjutnya adalah pengeringan dan penghalusan, ekstraksi sampel dan analisis hormon. Pengeringan dan penghalusan Proses pengeringan dan penghalusan berdasarkan prosedur Heistermann et al . 1993. Sampel feses dikeringkan menggunakan mesin pengering beku lyophilizer freeze dryer, Christ ® , Gamma 1-20 selama 3-4 hari pada suhu -20 o C dan tekanan vakum 1,030-0,630 mbar. Sampel yang telah dikeringkan selanjutnya dihaluskan menggunakan mortar dan disaring dengan saringan stainless steel untuk memisahkan serbuk feses dari bahan berserat. Akhirnya, serbuk feses dimasukkan ke dalam tabung film dan disimpan pada suhu -20 o C hingga dilakukan tahap ekstraksi dan analisis hormon. Ekstraksi Sampel Protokol ekstraksi sampel feses dan analisis EIA mengacu pada Schwarzenberger et al. 2000. Sebanyak 0,5 g sampel ditambahkan 4 mL methanol 100 dan 1 mL aquabidest. Selanjutnya divortek selama 30 menit, lalu disentrifugasi selama 15 menit, suhu 5 o C dengan kecepatan 3800 rpm. Sebanyak 1 mL dari supernatan yang dihasilkan ditambahkan 5 mL diethylether dan 250 µl 5 NaHCO 3 , lalu divortek selama 1 menit. Selanjutnya disentrifugasi kembali selama 15 menit, suhu 5 o C dengan kecepatan 3800 rpm, kemudian disimpan dalam freezer suhu -20 o C selama satu malam. Tahapan berikutnya adalah melakukan evaporasi sampel dengan menggunakan alat heating plate, suhu 40 o C dengan gas N 2 selama 1 jam. Apabila sampel telah kering, kemudian ditambahkan 500 µl buffer assay dan divortex selama satu menit. Selanjutnya sampel dimasukkan ke dalam microtubes 1,2 mL dan disimpan dalam freezer pada suhu - 20 C hingga dilakukan analisis hormon. Analisis Hormon Analisis hormon dengan menggunakan metode EIA. Antibodi yang digunakan berasal dari kelinci, untuk metabolit progesteron adalah 20-oxo- pregnanes 20-oxo- P antibodi:5α-pregnane-3β-ol-20-one 3HS:BSA; Schwarzenberger et al . 1996 dan 20α-OH-pregnanes 20-OH-P 5β-pregnane- 3α,20α-diol 3HS:BSA, dengan nama trivial pregnanediol: Schwarzenberger et al. 1993 Steraloids Ltd, Wilton,NH, or Sigma Ltd, St Louis, MO dan metabolit estrogen adalah estrogen total estradiol- 17β-OH-17-HS:BSA; Patzl et al. 1998 dalam Schwarzenberger et al. 2000 University of Veterinary Medicine, Vienna Austria . Uji validasi paralelism antara kurva standar dan serial pengenceran ekstrak feses 1:20; 1:40; 1;80; 1:160; 1:320 menunjukkan variasi koefisien intra dan inter assay masing-masing adalah 10 dan 15. Tahapan análisis hormon adalah sebagai berikut: 1 Coating microtitre plates MTP dengan Protein A, 50 µ g Sigma P-7837 dilarutkan dalam 25 mL coating buffer, 2 µg Protein AmL, lalu dimasukkan dalam MTP F96 MaxiSorp, No.442404, Co. Nunc, Denmark masing-masing 0,25mLwell kemudian MTP diinkubasi dalam suhu ruangan semalam; 2 MTP dicuci sebanyak 3 kali dengan menggunakan washing solution dan buang cairan yang tersisa dengan membalik MTP sambil ditekan di atas kertas tissu yang tebal; 3 Pipet standard, pool dan sampel memasukan assay buffer untuk nonspecific binding NSB dan zero binding 0, standard solution PX,PY dan sampel pada MTP dengan menggunakan Hamilton Microlab dispenser 1000; 4 Memasukkan 0,1 mL antibodi dalam masing-masing well, untuk NSB tambahkan assay buffer; 5 memasukkan 0,1 mL biotin labelled steroid pada masing-masing well. Tutup MTP dengan parafilm dan pelindung debu, lalu shaker dengan pelan dalam temperatur 4 o C selama satu malam; 6 Mencuci MTP setelah diinkubasi sebanyak 4 kali dengan suhu 4 o C, antara pencucian dan shaker adalah 10-30 menit; 7 Reaksi streptavidin memasukkan 0,25 mL larutan enzim 30 mL assay buffer + 0,001 mL Streptavidin-POD- conjugate =0,5 U; Boehringer 1089153, 500 U pada masing-masing well dan plate ditutup, lalu inkubasi pada temperatur 4 o C selama 45 menit sambil dishaker pelan; 8 Pencucian yang kedua, seperti pada tahap ke-6; 9 Reaksi warna memasukkan 0,25 mL larutan substrate [substrate solution peroksidase=30 mL substrate buffer + 0,5 mL 3’3’,5’,5’-Tetetrametylbenzedine, 0,4 + 0,1 mL H 2 O 2 0,6; 0,3 mL H 2 O 2 ] pada masing-masing well, plate ditutup lalu diikubasi pada temperatur 4 o C selama 45 menit sambil dishaker pelan; 9 Penghentian reaksi: memasukkan 0,05 mL stop reagent : 2 molL H 2 SO 4 = 900 mL DDW + 100 mL H 2 SO 4 95-97, Merck 100731, perubahan warna biru menjadi kuning; 10 Pengukuran absorban, menggunakan filter referensi 650 nm; filter pengukuran 450 nm, dan pembacaan hasil konsentrasi hormon pembacaan hasil dengan menggunakan Labsystem Multiscan MCC340. Analisis Data Data rataan ±SD, konsentrasi metabolit hormon disajikan dalam bentuk tabel dan grafik. Satuan data konsentrasi metabolit estrogen dalam ngg feses kering dan progesteron dalam µgg feses kering. Analisis data dilakukan secara deskriptif. Hasil Profil dan konsentrasi estrogen total dan Pg-diol selama masa kebuntingan Pada ketiga kebuntingan muncak menghasilkan masing-masing satu keturunan yang terdiri dari dua betina dan satu jantan dengan berat masing-masing betina adalah 1,8 kg dan jantan adalah 1,85 kg. Pada cervidae kemungkinan untuk dapat melahirkan kembar twinning sangat rendah, yaitu 1 Asher dan Pearse 2002. Profil Pg-diol dan estrogen total selama periode kebuntingan pada muncak dapat dilihat pada Gambar 37 berikut ini. 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 100 150 200 250 300 350 400 450 50 100 150 200 250 300 Pg -d io l µ g g fe c e s k e r in g To ta l Es tr o g en n g g fe ce s Periode kebuntingan hari Total Estrogen Pg-diol M = Mating; P = Partus M P Partus hari ke-238 A 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 100 150 200 250 300 350 50 100 150 200 250 300 Pg -d io l µ g g fe c es k e r in g To ta l Es tr o g en n g g fe c es k e r in g Periode kebuntingan hari Total Estrogen Pg-diol M = Mating; P = Partus M P Partus hari ke-228 B 10 20 30 40 50 60 200 400 600 800 1000 1200 1400 50 100 150 200 250 300 Pg -d io l µ g g d r y fa e ce s To ta l Es tr o g en n g g fe c es k e r in g Periode kebuntingan hari Total Estrogen Pg-diol M P M - Mating; P = Partus Partus hari ke-238 C Gambar 37 Profil Pg-diol µgg feses kering dan estrogen total ngg feses kering selama periode kebuntingan pada Muntiacus muntjak muntjak A: Mawar-1, B: Bunga-2, C: Bunga-3 n=3. Rerata konsentrasi ±SD Pg-diol pada awal 1-3 bulan, pertengahan 4-6 bulan dan akhir 7-8 bulan kebuntingan dapat dilihat pada Tabel 4 berikut ini. Tabel 4 Rataan konsentrasi Pg-diol selama masa kebuntingan n=3 pada muncak N=2, n=72 Nama individu Paritas Umur bln Rataan konsentrasi Pg-diol Mean±SD µgg feses Awal 1-3 bln Tengah 4-6 bln Akhir 7-8 bln Mawar-I 18 1,6±1,2 4,7±4,3 18,6±9,7 Bunga-II 24 3,5±2,0 12,6±9,1 27,1±10,6 Bunga-III 36 4,1±1,5 9,6±8,1 29,6±12,1 Gambar 38 Rataan ±SD konsentrasi Pg-diol µgg feses kering dari tiga periode kebuntingan n=3 pada species Muntiacus muntjak muntjak. Pembahasan Hasil penelitian ini berbeda dengan tipe metabolit progesteron feses yang pada kancil Tragulus javanicus, yakni progesteron dengan metode analisis EIA dan Kit komersial DRG progesterone Najamudin 2010. Tipe metabolit estrogen pada penelitian ini juga berbeda dengan yang dikemukakan oleh Schwarzenberger et al. 1996, bahwa tipe metabolit estrogen yang terdapat dalam feses terutama terdiri dari estron dan estradiol- 17α atau estradiol-17β. Perbedaan ini kemungkinan lebih disebabkan sampel yang digunakan berasal dari spesies hewan yang berbeda. Hal ini disebabkan tipe metabolit hormon bersifat spesifik spesies. Pada Gambar 37, menunjukkan bahwa konsentrasi Pg-diol meningkat secara gradual mulai dari awal kebuntingan, kemudian meningkat tajam setelah hari ke- 142-162. Konsentrasi Pg-diol meningkat secara nyata pada muncak Bunga-2 terjadi mulai pada hari ke-142 15,69 µgg feses kering, sedangkan peningkatan tajam pada Bunga-3 terjadi pada hari ke-155 8,08 µgg feses kering dan pada individu yang lain Mawar-1, peningkatan tajam Pg-diol mulai tampak lebih lambat, yaitu pada hari ke-162 8,43 µgg feses kering. Berdasarkan profil Pg- diol dari waktu kopulasi sampai kelahiran, maka kebuntingan hanya bisa ditentukan setelah kebuntingan berjalan 142-162 hari. Hal tersebut menunjukkan adanya peningkatan progestagen pada munca yang lambat pada awal kebuntingan. Tabel 4 dan Gambar 37 di atas, menunjukkan bahwa rataan konsentrasi Pg- diol pada tiga periode kebuntingan, yaitu awal, pertengahan dan akhir, dimana nilainya mulai dari rendah, sedang dan tinggi. Meskipun dari ketiga kebuntingan tersebut tidak menunjukkan peningkatan konsentrasi Pg-diol yang sama, namun ketiganya menunjukkan kenaikan konsentrasi dari awal kebuntingan sampai melahirkan adalah cukup tinggi. Konsentrasi progesteron menunjukkan variasi yang besar selama kebuntingan, baik dalam satu maupun antar spesies hewan Ropstad et al. 1999. Secara umum peningkatan terjadi mulai dari konsepsi sampai sekitar 1-3 bulan kebuntingan setelah konsentrasi stabil atau sedikit terlihat penurunan sebelum terjadi partus. Pada Gambar 38, menunjukkan bahwa rataan konsentrasi Pg-diol dari ketiga kebuntingan meningkat sejalan dengan bertambahnya masa kebuntingan. Peningkatan konsentrasi Pg-diol secara gradual terjadi setelah perkawinan sampai akhir kebuntingan adalah peran korpus luteum yang pada awal kebuntingan dan plasenta fetus menghasilkan hormon progesteron untuk menjaga kebuntingan. Hal yang sama juga dinyatakan oleh Flood et al. 2005, bahwa dengan bertambahnya masa kebuntingan, maka plasenta fetus juga menghasilkan hormon progesteron, dimana pada awal kebuntingan progesteron diproduksi oleh korpus luteum untuk mempertahankan kebuntingan. Pola yang sama juga dikonfirmasi pada jenis hewan yang lain seperti rusa ekor putih Kapke et al. 1999. Sebaliknya yang terjadi pada rusa Brocket Brown Mazama gouazoubira, dimana tidak ada peningkatan lebih lanjut selama pertengahan atau akhir kebuntingan yang diperkirakan akibat spesifitas antibodi yang tinggi pada kit enzyme immunoassay yang digunakan, sehingga tidak dapat mendeteksi metabolit progesteron dalam sampelnya Pereira et al. 2006. Analisis metabolit progesteron feses telah berhasil digunakan untuk memantau siklus estrus, kebuntingan, keguguran, pubertas dan seasonality pada berbagai spesies hewan termasuk primata Heistermann et al. 1993, dan satwa liar lainnya seperti caribous, badak, okapis, rusa, antelope dll Schwarzenberger et al. 1996. Berdasarkan hasil analisis konsentrasi Pg-diol menunjukkan bahwa rataan lama kebuntingan muncak adalah 234,7±5,8 hari, kisaran 228 –238 hari N=2, n=3. Hasil tersebut masih masuk dalam kisaran lama kebuntingan pada famili cervidae. Sedangkan penelitian sebelumnya menyatakan bahwa kisaran lama kebuntingan muncak adalah 222-238 hari Sadlier 1987. Asher 2011 juga menyatakan bahwa kisaran lama kebuntingan pada cervidae, yaitu 200-280 hari. Sedangkan Shipka et al. 2007 memperkirakan bahwa lama kebuntingan pada rusa bervariasi, yaitu 203-240 hari dengan kisaran yang hampir dua kali panjang siklus estrus. Selain itu hasil penelitian pada rusa tropis dari beberapa peneliti sebelumnya yang telah dirangkum oleh Semiadi 2006 menyatakan bahwa lama kebuntingan Muntiacus reevesi 210 hari, Axis axis 228-245 hari, Axis kuhlii 235 hari. Sedangkan lama kebuntingan pada rusa timor Cervus timorensis adalah 217-277 hari van Mourik 1986 dalam Asher 2011. Reimers 2002 menyatakan bahwa variabilitas dalam lama kebuntingan antara rusa di habitat alaminya adalah terkait dengan faktor-faktor seperti usia induk betina dan kekurangan gizi pada akhir kebuntingan . Hal yang sama juga dinyatakan oleh peneliti yang lain, bahwa diantara spesies yang termasuk famili Cervidae, variasi lama kebuntingan berhubungan dengan dua faktor, yaitu genetik dan gizi maternal Scott et al. 2008; Asher et al. 2005. Hasil penelitian menunjukkan bahwa jenis kelamin anak tidak mempengaruhi lama kebuntingan pada muncak. Hal yang sama juga dilaporkan oleh Asher 2011 bahwa usia dan bobot badan induk betina; jenis kelamin dan berat lahir anak dan genotipe pejantan tidak berpengaruh nyata terhadap lama kebuntingan. Konsentrasi estrogen dari tiga periode kebuntingan pada muncak dalam tiga periode dapat dilihat pada Gambar 36, tampak jelas konsentrasi estrogen meningkat tajam pada saat partus. Konsentrasi metabolit estrogen meningkat mencapai 300 ngg feses kering. Simpulan Berdasarkan ketiga kebuntingan pada muncak, maka deteksi kebuntingan dapat dilakukan mulai pada hari ke-142-162 dengan konsentrasi Pg-diol 8,08- 15,69 µgg feses kering. Sedangkan konsentrasi estrogen meningkat tajam 300 ngg feses kering pada saat partus. Rataan minimum Pg-diol selama periode kebuntingan dari ketiga kebuntingan adalah 3,25±1,91 µgg feses kering 0,03- 9,92 µgg. Sedangkan rataan maksimum Pg-diol selama periode kebuntingan dari ketiga kebuntingan adalah 26,74±10,38 µgg feses kering 8,43-55,97 µgg. Nilai rataan konsentrasi Pg-diol selama periode kebuntingan meningkat sebesar 8 kali lipat 3,25-26,74 µgg feses kering. Rataan lama kebuntingan muncak adalah 234,7±5,8 hari 228-238 hari N=2, n=3. Enzyme immunoassay Pg-diol menghasilkan profil metabolit progesteron selama periode kebuntingan lebih baik dibandingkan dengan EIA-20-oxo-P. Konsentrasi metabolit estrogen dan progesteron feses menggunakan metode analisis EIA dapat untuk memantau periode kebuntingan pada spesies M. muntjak muntjak. Selain itu, informasi tentang endokrinologi status reproduksi pada muncak betina dapat digunakan untuk membantu dalam perkembangbiakan di penangkaran dan penerapan teknologi reproduksi. Daftar Pustaka Agil M. 2007. Reproductive Biologi of the Sumatran Rhinoceros Dicerorhinus sumatrensis FISHER 1814. [dissertation]. Bogor ID. Bogor Agricultural University. Asher GW, Pearse AJ. 2002. Managing reproductive performance of farmed deer: the key to productivity. In: Proceedings of the Third World Deer Farming Congress, Austin, TX USA, pp. 99 –112. Asher GW, Mulley RC, O’Neill KT, Scott IC, Jopson NB, Littlejohn RP. 2005. Influence of level of nutrition during late pregnancy on reproductive productivity of red deer: 1 adult and primiparous hinds gestating red deer calves. Anim Reprod Sci. 86: 261 –83 . Asher GW. 2011. Reproductive cycles of deer. Anim Reprod Sci. 124: 170 –175. doi:10.1016j.anireprosci.2010.08.026. Brown JL, Wasser SK, Wildt DE, Graham LH. 1994. Comparative aspects of steroid hormone metabolism and ovarian activity in felids, measured non invasively in faeces. Biol. Reprod. 51: 776-786. Bamberg E, Mostl E, Patzl M, King, GJ. 1991. Pregnancy diagnosis by enzyme immunoassay of estrogens in feces from nondomestic species. J Zoo Wildl Med . 22: 73 –77. Flood PF, Tyler NJC, Read EK, Rodway MJ, Chedrese PJ. 2005. Ovarian and placental production of progesterone and oestradiol during pregnancy in reindeer. Anim Reprod Sci. 85: 147 –162. González S, Duarte JMB. 2007. Non-invasive methods for genetic analysis applied to ecological and behavioral studies in Latino-America. Rev Bras Zootecn. 36: 89 –92. Hamasaki SI, Yamauchi K, Ohki T, Murakami M, Takahara Y, Takeuchi Y, Mod Y. 2001. Comparison of various reproductive status in sika deer Cervus nippon using fecal steroid analysis. J Vet Med Sci. 632: 195-198. Heistermann M, Tari S, Hodges JK. 1993. Measurement of faecal steroids function, in New World primates, Callitrichidae. J Reprod Fertil 99: 243- 251. Jack AMM, Chang CC, Peh HC, Chan JPW. 2012. Fecal progesterone analysis for monitoring reproductive status in dairy goats. Turk. J Vet Anim Sci.36 5: 566-57. Kapke CA, Arcese P, Ziegler TE, Scheffler GR. 1999. Estradiol and progesterone metabolite concentration in white tailed deer Odocoileus virginianus feces. J Zoo Wildl Med. 30: 361 –371. Krepschi VG, Polegato BF, Zanetti ES, Duarte JMB. 2013. Fecal progestins during pregnancy and postpartum periods of captive red brocket deer Mazama americana. Anim Reprod Sci. 137:62 –68. http:dx.doi.org 10.1016j.anireprosci.2012.11.016. Kumar A, Mehrotra S, Dangi SS, Singh G, Chand S, Singh L, Mahla AS, Kumar S, Nehra K. 2013. Review: Faecal steroid metabolites assay as a non- invasive monitoring of reproductive status in animals. Vet world 6 1: 59- 63. doi:10.5455vetworld.2013.59-63. Li C, Jiang Z, Jiang G, Fang J. 2001. Seasonal changes of reproductive and fecal steroid concentrations in Pere David’s deer. Horm Behav. 40:198-215. Matsuura Y, Sato K, Suzuki M, Ohtaishi N. 2004. The effects of age, body weight and reproductive status on conception dates and gestation periods in captive sika deer. J Mammal Stud. 29:15 –20. Mauget R, Mauget C, Dubost G, Charrron F. 2007. Non-invasive assessment of reproductive status in Chinese water deer Hydroptes inermis : correlation with sexual behavior. Mamm. Biol. 72 1: 14-26. doi:10.1016j.mambio. 2006.04.005 Najamudin. 2010. Kajian Pola Reproduksi pada Kancil Tragulus javanicus dalam Mendukung Pelestariannya. [disertasi]. Bogor ID. Institut Pertanian Bogor. Ostrowski S, Blanvillain C, Mésochina P, Iamail K, Schwarzenberger F. 2005. Monitoring reproductive steroids in feces of Arabian orix toward a non- invasive method to predict reproductive status in the wild. Wildl Soc Bull. 33: 965 –973 . Pa lme R, Fischer P, Schildorfer H, Ismail MN. 1996. Excretion of infused “14 C- steroid hormones via feces and urine in domestic livestock. Anim Reprod Sci. 43: 43-63. Patzl M, Schwarzenberger F, Osmann C, Bamberg E, Bartmann W. 1998. Monitoring ovarian cycle and pregnancy in the giant anteater Myrmecophaga tridactyla by faecal progestagen and oestrogen analysis. Anim Reprod Sci.

53: 209 –219.

Pereira RJG, Polegato BF, Souza S, Negrão JA, Duarte JMB., 2006. Monitoring ovarian cycles and pregnancy in brown brocket deer Mazama gouazoubira by measurement of fecal progesterone metabolites. Theriogenology 65: 387 –399. Pereira RJG, Polegato BF. 2010. Fecal hormones. In: Duarte JMB, Gonzáles S. Eds., Neotropical Cervidology. FUNEP, Jaboticabal, pp. 313 –322. PHKA. 2004. Peraturan Perundang-undangan Bidang Perlindungan Hutan dan Pelestarian Alam. Jakarta ID: Sekretaris Direktorat Jenderal PHKA Departemen Kehutanan. Reimers E. 2002. Calving time and foetus growth among wild reindeer in Norway. Rangifer 22:61 –6. Ropstad E, Johansen O, King C, Dahl E, Albon S.D, Langvatn RL, Irvine RJ, Halvorsen O, Sasser G. 1999. Comparison of plasma progesterone, transrectal ultrasound and pregnancy specific proteins PSPB. used for pregnancy diagnosis in reindeer. Acta Vet Scand. 40: 151 –162. Sadleir RMFS. 1987. Reproduction of female cervids. In: Biology and management of the Cervidae Ed.CM. Wemmer. Smithsonian Institute Press. Washingthon DC. Pp. 123-144. Schwarzenberger F, Francke R, Goltenboth. 1993. Concentration of faecal immunoreactive progestagen metabolites during the oestrous cycle and pregnancy in the black rhinoceros Diceros bicornis michaeli. J Reprod Fertil. 98: 285-291. Schwarzenberger F, MÖstl E, Palme R, Bamberg E. 1996. Faecal steroid analysis for noninvasive monitoring of reproductive status in farm, wild and zoo animals. Anim Reprod Sci. 42: 515 –526. PII SO378-43209601561-8. Schwarzenberger F, Rietschel W, Vahala J, Holeckova D, Thomas P, Maltzan J, Baumgartner K, Schaftenaar W. 2000. Faecal progesterone, estrogen and androgens metabolites for non-invasive monitoring of reproductive function in female indian rhinoceros Rhinoceros unicornis. Gen Comp Endocr. 119: 300 – 307. doi:10.1006gcen.2000.7523. Scott IC, Asher GW, Archer JA, Littlejohn RP. 2008. The effect of conception date on gestation length of red deer Cervus elaphus. Anim Reprod Sci. 109: 206 –17. Semiadi G. 2006. Biologi Rusa Tropis. Pusat Penelitian Biologi. Lembaga Ilmu Pengetahuan Indonesia. Cibinong ID. Hlm 63-84. Shipka MP, Rowell JE, Sousa MC. 2007. Steroid hormone secretion during the ovulatory cycle and pregnancy in farmed Alaskan reindeer. J Anim Sci. 85: 944-951. van Mourik SA, Stelmasiak T. 1990. Endocrine mechanisms and antler cycles in rusa deer, Cervus timorensis. In: Bubenik, GA Bubenik AB Eds., Horns, Pronghorns and Antlers. Springer –Verlag,NewYork, pp. 265–297.

VI. PERILAKU REPRODUKSI MUNCAK Muntiacus muntjak muntjak, Zimmermann 1780

BETINA DI PENANGKARAN Pendahuluan Perilaku satwa liar merupakan hal yang sangat penting untuk diketahui secara jelas, dimana pada masing-masing satwa liar mempunyai perilaku yang spesifik spesies. Menurut Tanudimadja dan Kusumamihardja 1985, perilaku merupakan suatu aktivitas yang perlu melibatkan fungsi fisiologis dan setiap perilaku melibatkan penerimaan rangsangan melalui panca indera dan perubahan rangsangan menjadi aktivitas neural, aksi integrasi susunan syaraf, dan akhirnya aktivitas berbagai organ motorik, baik internal maupun eksternal. Sedangkan Mukhtar 1986, mendefinisikan bahwa perilaku satwa adalah respon atau ekspresi satwa oleh adanya rangsangan atau stimulus yang mempengaruhi-nya. Rangsangan tersebut terdiri dari dua macam, yaitu rangsangan dalam dan luar. Rangsangan dari dalam adalah faktor fisiologis sekresi hormon dan dorongan alat insentif sebagai akibat aktivitas. Rangsangan dari luar dapat berbentuk suara, pandangan, tenaga mekanis, dan rangsangan kimia. Aktivitas satwa pada habitat alami sangat berbeda bila dibandingkan dalam penangkaran. Namun untuk mengetahui perilaku alamiah dapat dilakukan pengamatan pada awal satwa tersebut diadaptasikan dalam kandang penangkaran. Proses adaptasi dalam kandang di penangkaran sangat penting untuk dilakukan, dimana pada masing-masing satwa memerlukan waktu yang berbeda-beda. Hal tersebut sangat penting, mengingat satwa liar adalah hewan yang sangat mudah stres dan tercekam, termasuk satwa muncak, sehingga diperlukan penanganan yang tepat untuk tetap menjaga kelangsungan hidupnya. Keberhasilan satwa untuk bertahan hidup dan bereproduksi tergantung pada perilakunya dan perilaku yang berbeda merefleksikan ekologi yang berbeda Krebs dan Davies 1990. Salah satu faktor yang penting untuk menunjang perkembangbiakan satwa adalah mengetahui perilaku reproduksi. Pengetahuan tentang perilaku dapat dimanfaatkan untuk proses domestikasi satwa liar, sehingga memudahkan dalam penanganannya. Pengamatan perilaku harian atau perilaku reproduksi dapat dilakukan dalam kehidupan alaminya atau di penangkaran. Pada penelitian ini pengamatan perilaku dilakukan di penangkaran, yaitu dalam kandang indivudu dan bermain exercise. Perilaku reproduksi yang akan dibahas dalam penelitian ini adalah mulai dari periode prepubertas, pubertas, siklus estrus, kebuntingan dan kelahiran yang dihubungkan dengan keadaan fisiologis muncak berdasarkan analisis profil hormon. Analisis metabolit estrogen dan progesteron dalam feses muncak betina telah dibahas pada bab sebelumnya III-V. Aktivitas reproduksi pada jantan dan betina mulai dapat terlihat saat memasuki periode pubertas. Pada saat memasuki pubertas, seekor hewan dapat menerima pasangan dan melakukan perkawinan, sehingga sering diartikan sebagai dewasa kelamin. Dewasa kelamin pada kebanyakan spesies mendahului dewasa tubuh, sehingga perkawinan sebaiknya dilakukan pada saat hewan mencapai dewasa tubuh, dimana organ reproduksi sudah siap menghasilkan keturunan . Fenomena perilaku pada hewan muncul akibat adanya rangsangan yang dapat berasal dari dalam atau dari luar tubuh Austin 1985. Rangsangan dari dalam tubuh, berupa hormon yang dapat mempengaruhi perilaku seksual, sedangkan rangsangan dari luar dapat berupa rangsangan penciuman olfactory, pendengaran auditory, dan penglihatan visual. Rangsangan olfactory pada jantan sebagai contoh adanya pheromon yang dilepaskan oleh betina yang estrus, akan menyebabkan hewan jantan untuk mendekati hewan betina Becker et al. 1992. Kebanyakan rusa betina dewasa kelamin dicapai pada umur 15-18 bulan Semiadi 2006. Pada kelompok rusa berbadan kecil seperti muncak India Muntiacus muntjak muntjak ovulasi pertama kali terdeteksi pada umur di bawah 12 bulan Sadleir 1987. Sedangkan pada muncak reeves konsepsi pertama kali dapat terjadi pada umur 5-6 bulan, tetapi umumnya umur 7 bulan Chapman et al. 1997. Penelitian tentang kehidupan dan biologi reproduksi spesies rusa tropis, yaitu rusa sambar, rusa sambar dan rusa bawean, kecuali spesies muncak betina telah dilakukan. Beberapa penelitian yang telah dilakukan antara lain, tentang pola distribusi, populasi dan aktivitas harian, merumput dan pemilihan makan telah dilakukan pada spesies rusa antara lain: C. unicolor Semiadi et al.1993, 1994; House et al.1995; Barry et al. 1995; C. timorensis Lyd lelono 1996, 2001 dan C. timorensis, de Blainville 1822 Masyud et al. 2007. Sedangkan kajian tentang biologi reproduksi antara lain, rusa timor Nalley 2006, Handarini 2006, rusa sambar Sitepu 2012, muncak jantan Wahyuni 2012. Informasi atau data tentang perilaku reproduksi muncak, khususnya pada betina masih sangat terbatas, sehingga melalui penelitian ini diharapkan dapat memberikan informasi dasar untuk membantu dalam menunjang pemeliharaan muncak di penangkaran. Pada cervidae lainnya, seperti rusa timor, rusa sambar dan rusa bawean penelitian tentang perilaku seperti aktivitas harian dan reproduksi telah cukup banyak, terutama rusa timor telah menjadi satwa harapan untuk dikembangbiakkan sebagai hewan domestikasi. Tujuan penelitian ini adalah mengetahui perilaku reproduksi muncak betina yang dikaitkan dengan profil metabolit hormon steroid. Bahan dan Metode Tempat dan waktu Penelitian dilakukan di kandang pemeliharaan muncak yang terletak pada Unit Rehabilitasi Reproduksi URR Fakultas Kedokteran Hewan IPB. Pelaksanaan penelitian dilakukan bersamaan dengan pengambilan sampel feses, yaitu mulai Desember 2009-Juli 2012. Materi penelitian yang digunakan adalah empat ekor betina 1-4 tahun dan satu ekor jantan 2-3 tahun. Peralatan yang digunakan dalam penelitian adalah alat tulis, tabel pengamatan Tally sheet observation , dan kamera digital. Metode pengamatan yang digunakan adalah focal animal sampling, yaitu metode yang dipergunakan untuk mengamati semua penampakan inter aksi spesifik dari satu individu atau kelompok individu tertentu Martin dan Batesan 1993. Hasil pengamatan perilaku reproduksi yang telah diperoleh dianalisis secara deskriptif.