PENGUKURAN PARAMETER FISIKA DAN KIMIA PE

PANDUAN PENGUKURAN
PARAMETER FISIKA DAN KIMIA PERAIRAN BUDIDAYA

Penyusun :
1. Yuni Puji Hastuti, M.Si
2. Jajang Ruhyana, ST

LABORATORIUM LINGKUNGAN PERAIRAN
DEPARTEMEN BUDIDAYA PERAIRAN
FAKULTAS PERIKANAN DAN ILMU KELAUTAN
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
2010
TEKNIK PENANGANAN LABORATORIUM

A. Bekerja di Laboratorium
Bekerja di laboratorium (praktikum) adalah suatu pekerjaan yang harus memperhatikan
beberapa hal penting, sehingga suatu pengujian parameter dapat dilakukan secara tepat, teliti,
tidak berbahaya dan selamat. Pekerjaan praktikum perlu mengembangkan pendekatan yang sehat
dan professional terhadap pekerjaan di laboratorium. Prosedur yang benar dan aman tidak saja
melindungi diri sendiri, tetapi juga demi berhasilanya percobaan di laboratorium. Secara umum
bekerja di laboratorium harus membuat rencana (metode dan pereaksi yang digunakan, pelajari

keamanannya, pencatatan data). Beberapa hal yang berkenaan dengan bekerja di laboratorium
adalah sebagai berikut :
Prinsip umum dalam bekerja di laboratorium
1. Hanya percobaan sah yang dilakukan
2. Anggap semua bahan kimia yang digunakan berbahaya dan hindari kontak antara bahan kimia
dan praktikan
3. Bahan kimia disimpan di wadah tertutup
4. Gunakan ruang asam
5. Gunakan jas lab, sarung tangan, pelindung tangan dan alat pelindung lain yang diperlukan
6. Jangan tinggalkan alat bekerja sendiri
7. Jangan memimet menggunakan mulut tapi gunakan bulp
8. Jika mencium bahan kimia, tepiskan uapnya dari muka
Cara membawa bahan kimia yang benar
1. Asam dan alkali kuat harus dibawa didalam kemasan sekunder
2. Bahan kimia atau pelarut organik dibawa dengan cara menopang bagian bawa wadahnya
B. Pengambilan Sampel Uji
Dalam survey kualitas air atau air limbah dilakukan 3 langkah kegiatan, yaitu 1.
Pengambilan sampel (sampling yang representative), 2. Penangan dan pengawetan sampel dan
3. Analisa di laboratorium. Analisa di laboratorium akan memberikan hasil yang benar, jika
langkah-langkah sebelumnya telah dilaksanakan dengan baik.

Peralatan yang digunakan untuk sampling dan analisa di laboratorium ada yang
memerlukan keahlian khusus dalam pemakaiannya ada pula yang sederhana. Dalam penggunaan
alat dilaboratorium praktikan harus terlebih dahulu mengetahui nama dan kegunaan alat tersebut.
C. Prosedur Sampling
Prosedur sampling yang benar merupakan bagian penting dari penelitian/survey untuk
menentukan kualitas air atau limbah dan/atau untuk mengecek kesesuaian dengan standar
kualitas air atau limbah. Ada tiga tipe prosedur pengambilan sampling dasar, yaitu grap
sampling, composite sampling dan composit sampling prosional dengan debit.
1.Grap sampling : pengambilan sampel air dilakukan pada saat waktu tertentu kemudian
dianalisis. Perlu diperhatikan bahwa pengujian berdasarkan grap sampling hanya menyatakan
kondisi air atau air limbah pada waktu dan lokasi pengambilan sampel tersebut.
2. Composite sampling : pengambilan sampel pada interval waktu tertentu selama periode waktu
sampling.
3. Composit sampling prosional dengan debit : pengambilan sampel air berdasarkan debit atau
laju aliran air. Hal ini bertujuan untuk mendapatkan hasil yang akurat. Contoh jika pada debit
alir 10L/s diambil sampel sebanyak 100 ml maka pada debit alir 20L/s diambil sampel sebanyak
200 ml.
D. Teknik Sampling
Alat yang paling sederhana untuk mengambil sampel adalah dengan menggunakan botol

yang diikat dengan tali dan diberi beban sehingga mudah tenggelam. Syarat peralatan sampling
yang akan digunakan untuk sampling harus bersih dan kering. Kontaminasi dari bahan alat
pengambil atau wadah sampel harus dicegah. Dalam transportasi sampel harus disimpan dalam
cool box untuk mempertahankan sifat fisik, kimia dan biologis sampel.
Dalam sampling perlu diperhatikan titik lokasi sampling dan volume sampel. Penentuan
titik lokasi pengambilan sampel harus dapat memberikan hasil yang representative tentang lokasi
karakteristik sampel yang diuji. Volume sampel yang diambil harus dapat mencukupi untuk
kebutuhan analisis di laboratorium.

FISIKA PERAIRAN
Suhu
Suhu adalah besaran yang menyatakan derajat panas atau dingin suatu zat yang dapat
diukur menggunakan thermometer. Satuan suhu yang banyak digunakan di Indonesia adalah 0C.
Suhu pada suatu perairan berpengaruh terhadap kondisi perairan dan biota yang hidup
didalamnya. Suhu optimum bagi perairan khususnya untuk kegiatan budidaya adalah 26-31 0C
(New, 2002). Suhu periaran yang berada dibawah kisaran optimum akan menghambat
metabolisme biota perairan dan dapat menurunkan nafsu makan ikan. Sedangkan untuk suhu
yang tinggi dapat membuat ikan stress dan mempercepat kelarutan/ reaksi zat pencemar perairan.

Tahap pengukuran suhu dengan alat di laboratorium

Penyiapan alat
1. Tekan tombol ON sampai layar menyala dan memperlihatkan angka-angka
2. Tekan tombol “FUNC” untuk memfungsikan alat dan merubah satuan dari mg/l menjadi
% atau ºC atau mg/l
3. Jika ingin membulatkan angka dibelakan desimal, maka tekan tombol LSD, jika tombol
ini ditekan lagi, maka nilai asli akan muncul lagi
4. Mengecek baterai dengan melihat “BATT.CHANGE”
Kalibrasi
1. Putuskan sambungan elektrrode dari alat dan kemudian tekan atus FUNCTION menjadi
mg/L atau %. Layar akan menunjukkan E-l”
2. Kemudian tekan tombol “CAL” sampai keluar angka 0,00, jika belum keluar angka 0,00
maka tekan tombol “CAL” lagi sampai muncul angka 0,00.
3. Kemudian hubungkan lagi antara elektrode dengan alat

Pengukuran
1. Masukkan elektrode ke air sampel yang sudah dipastikan bahwa tidak ada gelembung
udaranya
2. Atur FUNCTION ke ºC dan lihat angka yang tertera pada layar
Setelah proses pengukuran
1. Tekan tombol POWER Switch OFF

2. Bersihkan air yang menempel pada elektrode dan kemudian simpan elektrode. A) jika
digunakan lagi dalam waktu 1-2 hari maka biarkan elektrode masih tersambung dengan
alat. B) jika tidak digunakan selama 1 minggu maka lepaskan elektrode dari alat.
Pengukuran

suhu

dilapangan

dapat

diukur

dengan

thermometer

celup.

cara

mengoperasikanya yaitu cukup memasukkan thermometer ke badan perairaan kemudian lihat
suhu yang terukur pada thermometer.

Salinitas
Salinitas adalah tingkat keasinan atau kadar garam (ion-ion) terlarut dalam air (anonim,
2012). Alat untuk mengukur salinitas dinamakan refraktometer atau salinometer (Gambar 1)
dengan satuan perseribu (parts per thousand , ppt) atau permil (‰), misalnya 35 gram dalam 1
liter air (1000 ml) maka kandungan salinitasnya 35‰. Kandungan garam pada sebagian besar
danau, sungai, dan saluran air alami sangat kecil sehingga air di tempat ini dikategorikan sebagai
air tawar yaitu kurang dari 0,5 ppt. Jika lebih dari itu, air dikategorikan sebagai air payau atau
menjadi saline bila konsentrasinya 3 sampai 5%. Lebih dari 5%, ia disebut brine (anonim, 2012).
pengkelompokkan air berdasarkan salinitas dapat dilihat pada table 1 dibawah ini
Tabel. 1 Menyajikan Klasifikasi Air Berdasarkan Salinitas
Sebutan/istilah
Air tawar
Fresh water
Oligohaline
Air payau
Mesohaline

Polyhaline
Air asin

Salinitas (ppt)

< 0,5
0,5 – 3,0
3,0 – 16,0
16,0 – 30,0
30 – 40

Marine
Sumber : Mc Lusky, 1971 dalam Kordi, 1996 dalam Ghufran dkk 2007

Berdasarkan kemampuan ikan menyesuaikan diri pada salinitas tertentu, dapat digolongkan
menjadi dua yaitu ikan yang mempunyai toleransi salinitas yang kecil (Ctenohaline) dan ikan
yang mempunyai toleransi salinitas yang lebar (Euryhaline). Salinitas suatu perairan sangat erat
kaitannya dengan osmoregulasi biota yang hidup didalamnya. Osmoregulasi adalah pengontrolan
kadar air dan garam mineral di dalam darah. Setiap organisme mempunyai kemampuan yang
berbeda-beda untuk menghadapi masalah osmoregulasi sebagai respon atau tanggapan tehadap

perubahan osmotik lingkungan eksternalnya.

Pengukuran salinitas
1. Tekan tombol “SAL.SET”

2. Atur dengan menggunakan atau kisaran nilai salinitas yang akan diukur.
3. Tekan tombol “ENTER” dan alat siap untuk digunakan untuk pengukuran.

Gambar 1. Refraktometer
KEKERUHAN
Kekeruhan menunjukkan sifat optik air yang ditentukan berdasarkan banyaknya cahaya
yang diserap dan dipancarkan oleh bahan-bahan yang terdapat dalam air. Hal ini dapat
disebabkan oleh adanya bahan organic dan anorganik yang tersuspensi dan terlarut, maupun
bahan organic yang berupa mikroorganisme (APHA; Davis dan Cornwell dalam Effendi, 2003).
Padatan tersuspensi erat hubungannya dengan kekeruhan semakin tinggi nilai padatan
tersuspensi, nilai kekeruhan juga semakin tinggi. Namun nilai padatan terlarut yang tinggi tidak
selalu diikuti dengan nilai kekeruhan yang tinggi pula. Nilai kekeruhan dapat diukur dengan alat
turbidimeter (Gambar 2) yang memiliki satuan JTU (Jackson Turbidity Unit) yang setara dengan
1 mg/l SiO2.
Faktor-faktor kekeruhan air ditentukan oleh:

a. Benda-benda halus yang disuspensikan (seperti lumpur dsb)
b. Jasad-jasad renik yang merupakan plankton
Tingginya kadar kekeruhan akan menghambat proses penetrasai cahaya matahari ke kolam
air dan pada akhirnya akan perpengaruh terhadap proses fotosintesis diperairan. Selain itu
tingginya nilai kekeruhan dapat menurunkan kemampuan ikan untuk bernafas karena proses
penyaringan air oleh insang terhambat (Wardoyo dalam Sajiah, 2003)
Pengukuran Kekeruhan
1. Air sampel tidak direkomendasikan air yang disimpan, sesegera mungkin air sampel
diperikasa kekeruhannya.
2. Gelembung air akan memberi nilai kekeruhan yang tinggi, dihindari.

3. Tombol A/C ditekan untuk menyalakan alat, kemudian ditunggu selama 10 sampai 15
menit
4. Pada alat, diawal dimasukkan air yang sudah didestilasi kemudian tekan tombol zero
untuk meng nol kan. Setelah itu dimasukkan standar yang sudah tersedia dan diketahui
nilainya ke dalam alat dan kemudian nilai yang muncul pada layar dicocokan dengan
nilai yang sudah diketahui (Kalibrasi).
5. Kemudian air sampel dimasukkan ke alat dan dilihat nilai yang muncul pada layar.

Gambar 2. Turbidimeter

Zat Padat (TDS dan TSS)
Zat padat pada badan air dikelompokkan menjadi dua, yaitu zat padat terlarut (TDS : Total
dissolved Solid) dan zat padat tersuspensi (TSS : Total Suspended Solid). Keduanya dibedakan
berdasarkan ukuran diameter partikel-partikel penyusunya. Gabungan nilai TDS dan TSS
dinamakan Zat padat total. Jumlah zat padat tersuspensi terdiri dari zat padat tersuspensi organic
(Volatil) dan zat padat tersuspensi inorganic (tetap)
Cara Penetapan Zat Padat Total
1. Sebanyak 25-50 ml contoh yang telah diaduk di masukkan ke dalam cawan. Sebelum
digunakan cawan dibersihkan dan dikeringkan dalam oven pada suhu 100-105oC selama
1 jam. Setelah itu cawan didinginkan di dalam desikator dan ditimbang (W1).
2. Contoh diuapkan dalam cawan dan diteruskan dengan pengeringan di dalam oven pada
suhu 100-105oC sampai air yang ada hilang.

3. Setelah didinginkan di dalam desikator, cawan ditimbang sebagai W2.
(W2-W1}
Zat Padat Total {mg/L} =

ml contoh

Cara Penetapan Zat Padat Terlarut
1. Sebanyak 25-50 ml contoh yang telah disaring dimasukkan ke dalam cawan alumunium
yang telah diketahui beratnya (B1).
2. Contoh dalam cawan tersebut diuapkan dan diteruskan pengeringannya di dalam oven
dengan suhu 100-105oC sampai berat konstan (B2)
(B2-B1)
Zat Padat terlarut (mg/L) =

ml contoh

Cara Penetapan Zat Padat Tersuspensi
1. Diambil sebanyai 50 ml contoh dan disaring dengan kertas saring yang telah diketahui
beratnya (S)
2. Keringkan padatan yang tersaring dengan kertas saring pada oven 100-10SoC sehingga
berat konstan dan ditimbang setelah didinginkan pada desikator (A)
3. Kertas saring dengan padatan yang tetah kering ditempatkan pada cawan pengabuan yang
telah diketahui beratnya (B).
4. Selanjutnya dimasukkan pada oven pengabuan (600 DC) dan ditunggu sampai menjadi
abu, lalu ditimbang setelah dingin (D).
Zat Padat tersuspensi total (mg/L) =

A-S
ml contoh

KIMIA PERAIRAN
OKSIGEN TERLARUT (DO)
Oksigen terlarut ( DO ) adalah jumlah oksigen terlarut dalam air yang berasal dari
fotosintesa dan absorbsi atmosfer/udara. Oksigen terlarut (Dissolved Oxygen = DO) dibutuhkan
oleh semua jasad hidup untuk pernapasan, proses metabolisme atau pertukaran zat yang
kemudian menghasilkan energi untuk pertumbuhan dan pembiakan. Disamping itu, oksigen juga
dibutuhkan untuk oksidasi bahan-bahan organik dan anorganik dalam proses aerobik (Anonim,
2012).
Jumlah oksigen yang dibutuhkan untuk pernapasan biota budidaya tergantung ukuran, suhu
dan tingkat aktivitasnya dan batas minimumnya adalah 3 ppm atau 3 mg/l. Kandungan oksigen
di dalam air yang dianngap optimum bagi budidaya biota air adalah 4 – 10 ppm, tergantung
jenisnya. Laju respirasi terlihat tetap pada batas kelarutan oksigen 3 – 4 ppm pada suhu 20 – 30
°C. Sumber oksigen terlarut dalam air berasal dari difusi oksigen yang terdapat di atmosfer, arus
atau aliran air melalui air hujan serta aktivitas fotosintesis oleh tumbuhan air dan fitoplankton
(Novonty and Olem, 1994).
Oksigen (O2) adalah satu jenis gas terlarut dalam air dengan jumlah yang sangat banyak,
yaitu menempati urutan kedua setelah nitrogen. Namun jika dilihat dari segi kepentingan untuk
budidaya perairan, oksigen menempati urutan teratas. Oksigen merupakan salah satu faktor
pembatas sehingga bila ketersediaannya di dalam air tidak mencukupi kebutuhan biota budidaya,
maka segala aktivitas biota akan terhambat.
Prinsip analisa
Nilai DO pada perairan dapat kita ukur dengan metode titrasi yang dikenal dengan
metode winkler. Prinsip metode ini………………………….. adapun reaksi yang terjadi dapat
dilihat pada reaksi dibawah ini…
Reaksi
MnSO4 + NaOH ---------------------- Mn(OH)2 + Na2SO4
2 Mn(OH)2 + 2 O ---------------- 2 H2MnO3 (endapan coklat)
H2MnO3 + 2 H2SO4 + 2 KI ---- MnSO4 + 3 H2O + K2SO4 + I2

Pembuatan Pereaksi
a.

Sulfamic Acid
Ke dalam 80 ml akuades pada erlenmeyer tambahkan 20 ml H 2SO4 pekat (hati-hati).

Kemudian tambahkan 4 gr Sulfamic Acid, aduk sampai larut simpan dalam botol coklat (gelap)
dengan penutup gelas.
b.

Copper Sulfamic Acid
Sebanyak 16 gr Sulfamic Acid dilarutkan ke dalam 200 ml akuades. Larutkan 25 gr

CuSO4, 5H20 ke dalam 250 ml akuades. Campurkan kedua larutan tersebut dan tambahkan 12 ml
Glacial Acetic Acid.
c.

Larutan MnSO4. H2O
Larutan 182 gr MnSO4 dengan akuades hingga volume 500 ml labu takar.

d.

Larutan NaOH + KI
Larutan 250 gr NaOH dan 75 gram KI dalan akuades hingga volume 500 ml simpan
dalam botol bertutup karet.

e.

Larutan Na2S203 0,025 N (Na-thiosulfat )
Pada reaksi 4 (Standar Winkler), dua molekul Na-thiosulfat bereaksi dengan dua kivalen

Iodium. Oleh karena itu nilai normalitas N per liter larutan Na-thio mengandung sejumlah berat
molekul (BM) dari komponen itu dalam gram perliter larutan. Garam yang digunakan adalah
Na2S2O3. 5H2O dengan berat molekul 248,19 ; maka larutan 0,025 N berisi: 248,19 x 0,025 =
6,2048 g/1 Larutan
Timbang dengan tepat 6,205 gram kristal Na2S2O3.5H2O, larutkan sampai menjadi 1000
ml dengan akudes bebas CO2. Akuades bebas CO2 diperoleh dengan cara mendidihkan akuades
selama 30 menit kemudian didinginkan. Tambahkan beberapa tetes Chloroforn sebagai bahan
pengawet. Simpan dalam botol coklat di tempat gelap.
f.

Larutan Standar K2Cr2O7 0,0250 H
Garam ini membentuk larutan yang stabil, sehingga harus dibuat secara tepat. Larutan ini

bereaksi dengan KI dalam larutan asam dan membebaskan sejumlah.

6 KI + K2Cr27 + 14 HCl  6 KCl + 2 CrCl3 + H2O + I2
6KI + K2Cr2O7 + 7H2SO4  4K2SO4 + 2Cr2(SO4)3 + 2Cr2(SO4)3 +7H2O+ I2
I2 dititrasi dengan larutan Na-thiosulfat. Dalam reaksi di atas 1 ml K 2Cr2O7 bereaksi
dengan 6 ml I ekivalen, maka 1 N K 2Cr2O7 sebanding dengan 1/6 dari berat molekulnya (dalam
gram). Berat molekul Potassium (Kalium) dichromate adalah 294,2 sehingga 0.025 N dari
larutan ini berisi:
0,025 x

294,2
 1,2258(gram/l)
6

Timbang dengan tepat 0,6129 gram kristal murni K2Cr2O7 (sudah dikeringkan pada 105
0

C) dan didinginkan dalam desikator), larutkan dalam akuades bebas CO2 sampai volume 500 ml.
g.

Larutan H2SO4 10%
Tambahkan 5 ml H2SO4 pekat ke dalam 45 ml akuades bebas CO2 dengan hati-hati.

h.

Indikator amylium ( Starch Indikator)
Sebanyak 2 gr Soluble Starch dilarutkan dalam 100 ml akuades, panaskan sambil diaduk,

kemudian tambahkan 0,5 ml formalin sebagai bahan pengawet. Larutan ini hanya bertahan 1
bulan.
Standarisasi Larutan Natrium Thiosulfate
Larutan

Na-thiosulfat

berubah

normalitasnya

secara

bertahap

sehingga

perlu

distandarisasi dengan 0,0250 N larutan standar Potassium dichromate (K2Cr2O7). Standarisasi ini
sebaiknya dilakukan pada setiap analisa DO dilakukan (tiap hari).
a.

Siapkan 100 ml akuades bebas CO2 dalam labu erlenmeyer 500 ml.

b.

Timbang 2 gr KI dan larutkan dalam akuades tersebut, kemudian tambahkan 10 ml
H2SO4 10 ml.

c.

Tambahkan 10,00 ml larutan standar K2Cr2O7 0,025 N, (gunakan pipet volumetrik),
letakkan dan biarkan ditempat gelap selama + 5 menit.

d.

Encerkan sampai 250 atau 300 ml dengan akuades.

e.

Titrasi dengan Na-thiosulfat 0,025. N sampai warna berubah dari kuning tua
menjadi kuning muda, tambahkan 8 tetes indikator amylum hingga warna biru, kemudian
lanjutkan tirasi dengan Na-thioslfat sampai tidak berwarna.

f.

Faktor koreksi untuk 0,025 N Na-thiosulfat adalah (= f):
ml standar bichromate
10

f
ml standar thiosulfat
x

Prosedur Pengukuran DO dengan metode winkler
Analisa DO secara titrimetrik ini dilakukan dengan menggunakan botol yang dirancang
khusus untuk menghindari terjadinya gelembung udara pada saat botol ditutup, yang disebut
botol BOD. Pemindahan air sampel ke dalam botol BOD dilakukan dengan hati-hati untuk
menghindari terjadinya gelembung udara (“ bubling “) yang dapat mengakibatkan terbebasnya
jumlah gas dari air atau terjadi aerasi, sehingga kadar oksigen terlarut kurang atau melebihi kadar
sesungguhnya. Adapun tahapan pengukuranya sebagai berikut:
a.

Pindahkan air sampel ke dalam botol BOD (Gambar 3a) sampai meluap, (jangan
sampai terjadi gelembung udara), tutup kembali.

b.

Tambahkan 1 ml Sulfamic Acid dengan pipet dibawah permukaan tutup dan aduk
dengan membolak-balik botol.

c.

Tambahkan 2 ml mangan Sulfat (MnSO4), dan 2 ml NaOH + KI. Penambahan
reagen-reagen ini juga dengan memasukan pipet dibawah permukaan air dalam botol. Tutup
dengan hati-hati dan aduk dengan membolak-balik botol + 20 kali. Biarkan beberapa saat
hingga endapan coklat terbentuk dengan sempurna.

d.

Tambahkan 2 ml H2SO4 pekat dengan hati-hati (gunakan ruang asam), aduk
dengan cara yang sama hingga semua endapan larut. Kalau endapan belum larut semua,
tambahkan lagi 0,5 ml H2SO4 pekat.

e.

Ambil 100 ml air dalam botol BOD tersebut dengan menggunakan pipet mohr
atau gelas ukur, masukkan ke dalam erlenmeyer usahakan jangan sampai terjadi nerasi.

f.

Titrasi dengan Na-thiosulfat hingga terjadi perubahan warna dari kunimg tua ke
kuning muda. Tambahkan 5 - 8 tetes indikator amylum hingga terbentuk warna biru.
Lanjutkan titrasi dengan Na-thiosulfat hingga tepat tidak berwarna (bening).

Perhitungan:
mg O 2 /L 

(ml titran) (Normalitas thiosulfat) (S) (1000)
(ml botol BOD - ml reagen terpakai)
(ml sampel)
(ml botol BOD)

Prosedur Pengukuran DO dengan Alat (DO-METER)
Pengukuran cara lain yang lebih mudah adalah dengan menggunakan alat ukur elektronik
DO-meter (Gambar 3b). Cara ini biasanya digunakan untuk monitoring atau pengukuran kadar
oksigen dibeberapa lokasi sekaligus. Pengukuran dengan alat ini dapat dilakukan setiap saat dan
dapat langsung terbaca kadar oksigen perairan yang diukur. Untuk menjaga kecepatan alat, setiap
jangka waktu tertentu alat perlu dikalibrasi dengan membandingkan hasil pengukuran alat
terhadap hasil pengukuran dengan cara titrasi standar winkler terhadap air contoh yang sama.
Misalnya suatu sampel air yang dianalisa dengan metode standar Winkler kadar oksigen
terlarutnya a, kemudian air sampel yang sama ditera dengan DO meter menunjukan kadar
oksigen terlarut sebesar b, maka faktor koreksi adalah a/b. Jadi setiap hasil pengukuran dengan
DO meter harus dikalikan dengan faktor koreksi tersebut. Disamping itu, setiap kali sebelum
dipergunakan alat perlu dikalibrasi terhadap temperatur dan tekanan udara (atau lokasi
ketinggian) setempat, kemudian alat juga perlu diriset pada temperatur dan salinitas air yang
bersangkutan pada saat pengukuran.

(a)

(b)

Gambar 3. (a) Botol BOD (b) DO meter
BIOCHEMICAL OXYGEN DEMAND (BOD)

BOD adalah jumlah oksigen yang dibutuhkan oleh mikroorganisme dalam proses
dekomposisi bahan organik (termasuk proses respirasi pada keadaan aerob). Jadi BOD
menggambarkan suatu proses oksidasi bahan organik oleh mikroorganisme yang terjadi di
perairan.
Ada yang menyebutkan kepanjangan dari BOD adalah Biological Oxygen Demand. Ini
mungkin untuk lebih memudahkan membedakannya dengan COD (Chemical Oxygen Demand).
Dalam hal BOD, proses yang terlibat sebenarnya tidaklah hanya proses biologi (oleh
mikroorganisme), tetapi juga proses penguraian secara kimia. Sehingga akan lebih tepat bila
disebut sebagai Biochemical Oxygen Demand atau Kebutuhan Oksigen Biokimia.
Proses dekomposisi bahan organik diperairan tidak terjadi sekaligus, tetapi terjadi secara
bertahap, tergantung pada kadar bahan organik yang diuraikan (didekomposisi), mungkin hanya
10-25 % bahan organik yang dapat diuraikan setiap tahap. Oleh karena itu, untuk mencapai + 96
% bahan organik terurai, diperlukan waktu yang cukup lama yaitu sekitar 20 hari. Untuk
keperluan pengamatan,waktu tersebut cukup lama, sehingga diambil standar waktu 5 hari. Pada
hari ke-5 diperkirakan 75 % bahan organik telah terurai, dan ini cukup memadai sebagai
gambaran nilai BOD. Rangkaian proses dekomposisi dapat digambarkan secara sederhana
sebagai berikut :
Reaksi
-

Bahan Organik + O2
(BO)

-

Bahan Organik + O2
(BO)

-

Bahan Organik + O2
(BO)

CO2 + H2O + BO......25 %

(1)

CO2 + H2O + BO......50 %

(2)


(mikroba)


(mikroba)


CO2 + H2O + BO......75 %

(3)

(mikroba)

Kelemahan BOD dengan metoda ini adalah bila pada air sampel terdapat bakteri
autotroph maka dalam pengukuran BOD akan terukur pula proses nitrifikasi. Tetapi proses ini
baru terjadi pada hari ke 6-10 inkubasi. Untuk mengurangi pengaruh ini digunakan pereaksi
Methylene blue atau Thio urea atau 2 Chloro 6-Pyridine.

Penentuan BOD ini dilakukan dengan cara menghitung kadar oksigen yang dibutuhkan
oleh mikroorganisme untuk mendekomposisi bahan organik yang terlarut di perairan dalam
waktu 5 hari. Jadi merupakan selisih kadar oksigen pada hari pertama dan hari kelima.
Metoda ini menggunakn botol gelap dan botol terang. Botol terang langsung ditentukan
kadar oksigen terlarutnya, sedangkan botol gelap disimpan dalam BOD inkubator pada suhu 20 0c
selama 5 hari. Temperatur 200c dan waktu 5 hari merupakan temperatur dan waktu yang standar
dalam penentuan BOD karena dianggap dalam temperatur tersebut proses dekomposisi berjalan
optimum dam sekitar 75% bahan organik telah terdekomposisi.
Prosedur Pengukuran BOD
a.

Ambil air sampel sebanyak 1-2 liter. Apabila air terlalu keruh (terutama karena
plankton), lanjutkan keprosedur b. Bila air tampak jernih, lanjutkan keprosedur c.

b.

Encerkan 400-500 ml air sampel 5 sampai 100 kali, tergantung pada tingkat
kepekatan sampel, dengan menggunakan akuades bebas biota.

c.

Tingkatkan kadar oksigen air sampel tersebut dengan aerasi menggunakan aerator
baterai selama + 5 menit. Peningkatan kadar oksigen juga dapat dilakukan dengan cara
menuangkan air sampel dari botol satu kebotol yang lain. Dan sebaliknya, sebanyak 15
kali atau lebih (pada prinsipnya, maksud dari perlakuan pada prosedur 2 dan/atau 3 ini
adalah agar tersedia oksigen yang berlebih untuk proses dekomposisi sampai hari terakhir
inkubasi).

d.

Pindahkan air sampel tersebut ke dalam botol BOD gelap dan terang sampai
penuh. Air dalam botol BOD terang segera dianalisa kadar oksigen terlarutnya (DO1).
Botol BOD gelap dan air sampel di dalamnya di inkubasi dalam BOD inkubator pada suhu
200c. Setelah 5 hari, tentukan kadar oksigen terlarut dalam botol gelap ini (DO 5).
Penentuan kadar oksigen terlarut ini bisa dilakukan secara titrimetrik atau dengan
menggunakan DO-meter.

Perhitungan :
BOD5 (ppm) = (DO2 – DO5) x faktor pengenceran
KARBONDIOKSIDA BEBAS

Karbon dioksida bebas yang dianalisa adalah karbondioksida yang berada dalam bentuk
gas yang terkandung dalam air. Kandungan CO2 bebas diudara adalah sekitar 0.03%. Kandungan
CO2 dalam air murni pada tekanan 1 atm dan temperatur 25 0C adalah sekitar 0,4 ppm.
Karbondioksida yang terdapat di dalam air merupakan hasil proses difusi CO2 juga dihasilkan
oleh proses dekomposisi. Kandungan CO2 sebesar 10 mg/L atau lebih masih dapat ditolelir oleh
ikan bila kandungan oksigen perairan juga cukup tinggi. Kebanyakan spesies dari biota akuatik
masih dapat hidup pada perairan yang memiliki kandungan CO2 bebas 60 mg/L.
Metode penentuan CO2 bebas yang umum digunakan adalah metoda titrimetrik dengan
sodium karbonat (Na2CO3).
Prinsip Analisa
Karbondioksida bebas bereaksi dengan Sodium Karbonat (Na2CO3) atau Sodium
Hidroksida (NaOH) standar, membentuk Sodium Bikarbonat. Dalam hal ini baik CO 2, Na2CO3
maupun NaHCO3 merupakan senyawa-senyawa yang tidak berwarna. Oleh karena itu diperlukan
indikator phenolphthalein (pp) yang akan memberikan warna merah (pink) bila larutan menjadi
basa (pH > 8,3). Sehingga kelebihan sedikit saja sodium karbonat atau sodium hidroksida, akan
menyebabkan larutan berwarna merah yang menandai akhir titrasi.
Reaksi yang terjadi dalam titrasi adalah sebagai berikut :
CO2 + Na2CO3 + H2O



2 NaHCO3

CO2 + 2 NaOH



Na2CO3 + H2O

Didalam perairan, CO2 jarang mengakibatkan pH perairan lebih rendah dari 5,5. Perairan
yang lebih asam dari pH 5,5 diduga bukan karena kandungan CO 2 yang tinggi tetapi karena
kandungan mineral-mineral asam kuat. Oleh karena itu, sebelum dianalisa. pH air sampel perlu
diketahui terlebih dahulu. Untuk mendapatkan hasil yang baik, penentuan CO 2 bebas sebaiknya
dilakukan terhadap 2 air sampel yaitu yang dipanaskan dan yang tidak dipanaskan. Air sampel
dipanaskan sambil diaduk sampai hampir mendidih untuk membebaskan CO 2 ke udara. Air
sampel lain yang berasal dari stasiun yang sama dianalisa kadar CO 2 tanpa perlakuan pemanasan.
Perbedaan hasil titrasi kedua air sampel tersebut menunjukan kadar CO 2 bebas yang sebenarnya.
Sedangkan nilai CO2 yang didapat pada air sampel tanpa pemanasan menunjukan keasaman total
(total acidity).

Terdapatnya sejumlah Allumunium (Al). Chromium (Cr), Copper (Cu) dan Besi (Fe)
dapat mengakibatkan hasil pengukuran CO2 menjadi lebih tinggi dari kadar sesungguhnya.
Kandungan ion ferro (fe) sebaiknya tidak melebihi 1 ppm. Hasil yang lebih tinggi juga dapat
disebabkan oleh amine, Ammonia, Borate, Nitrime, Phosphate, Silicate dan Sulfide. Asam-asam
mineral dan garam-garam dari asam kuat atau basa lemah juga dapat mempengaruhi penetuan
kadar CO2. Oleh karena itu, sebaiknya bahan-bahan tersebut terdapat dalam jumlah yang sangat
kecil, tidak lebih dari 5% dari kadar CO2 dalam air yang hendak dianalisa.
Pembuatan Pereaksi
a.

Larutan Na2CO3 0,0454 N
Dua ekivalen Na2CO3 (1 mol) diperlukan untuk mengubah 1 mol CO2 membentuk

bikarbonat. Agar 1 ml Na2CO3 setara dengan 1 mg CO2, maka diperlukan 1/22 N atau 0,0454 L
larutan Na2CO3.
Timbang 2,407 gram Na2CO3 bebas air (yang telah dikeringkan dalam oven pada 140 0
dan didinginkan dalam desikator). Larutkan dengan akuades dalam labu ukur menjadi 1.000 ml,
Akuades yang digunakan harus sudah dididihkan selama sekitar 15 menit untuk membebaskan
CO2 dan dibiarkan dingin. Larutkan Na2CO3 yang telah dibuat harus dismpan dalam botol yang
tertutup rapat, sehingga tidak terkontaminasi dengan CO2 dari udara.
b.

Larutan NaOH 0,0227 N
Pipet 22,7 ml NaOH 1 N ke dalam labu ukur 1.000 ml. Tambahkan akuades bebas CO2

hingga volumenya mencapai 1.000 ml. Simpan larutan ini dalam botol yang tertutup rapat.
c.

Indikator Phenolpthlein (pp)
Sebanyak 0,5 gram pp dilarutkan ke dalam 50 ml alkohol 95 %, kemudian tambahlan 50

ml akuades bebas CO2. Indikator ini berwarna pink dalam larutan basa (pH>8,3) dan tidak
berwarna dalam larutan asam.
d.

Indikator Methyl Orange (m.o.) 0,05%
Larutkan 0,05 g methyl orange kadalam 100 ml akudes.

Perlakuan pendahuluan

Ambil air sampel dan masukkan ke dalam 2 erlenmeyer masing-masing 25 ml.
Tambahkan beberapa tetes indikator Methyl Orange (m.o) pada sampel pertama dan beberapa
tetes pp pada sampel kedua. Pada sampel yang diberi m.o., apabila beberapa saat kemudian
menjadi berwarna merah (pH sekitar 4,5 atau kurang), berarti keasaman disebabkan oleh asam
yang lebih kuat dari CO2. Bila air sampel menjadi berwarna kuning setelah penambahan m.o atau
tidak berwarna setelah penambahan pp. Maka diperkirakan keasaman disebabkan oleh CO2.
Prosedur pengukuran CO2 bebas
a.

Pengambilan air contoh harus diusahakan sedemikian rupa sehingga terhindari kontak
antara air contoh dengan udara. Analisa harus dilakukan segera, yaitu dalam waktu 2-3 jam
setelah pengambilan.

b.

Pipet 25 ml air sampel dimasukan ke dalam Erlenmeyer dengan hati-hati, sedapat
mungkin kurangi pengaruh aerasi.

c.

Tambahkan 3-4 tetes indikator pp, jika berwarna pink berarti tidak ada CO 2, jika tidak
berwarna berarti ada CO2 dan lanjutkan ke prosedur ke-4.

d.

Titrasi segera dengan Natrium karbonat (Na 2CO3) 0,0454 N atau Natrium hidroksida
(NaOH) 1,027 N sampai warna pink yang stabil selama 30 detik. Catat titrant yang
digunakan.

Perhitungan :
a. Bila titrant yang digunakan Na2CO3 :

CO 2 (mg/L) 

ml titran x N titrant x 44

x 1000
2
Volume sampel (25 ml)

b. Bila titrant yang digunakan NaOH :

CO 2 (mg/L) 

ml titran x N titrant x 44 x 1000
Volume sampel (25 ml)

ALKALINITAS

Alkalinitas menggambarkan jumlah basa (alkaline) yang terkandung dalam air yang dapat
ditentukan dalam titrasi asam kuat (H2SO4 atau HCI) sampai pH tertentu. Alkalinitas juga dapat
disebut sebagai “ Daya Mengandung Asam “ (DMA) atau di Jerman disebut dengan “Saperstoff
Bindung Vermogen” (SBV), yang artinya kemampuan air dalam menyerap asam. Garam-garan
basa berasal dari kation Ca, Hg, Na, NH4, dan Fe3, atau Fe2

yang dapat bereaksi dengan

karbonat (CO3=), bikarbonat (HCO3- ataupun hidroksil (OH-).
Prinsip Analisa
Untuk perairan yang jernih dalam proses titrasi dapat digunakan indikator warna, tetapi
untuk perairan yang keruh dan berwarna, dalam proses titrasi perlu digunakan pH meter untuk
menentukan titik akhir titrasi.
Pada penentuan alkalinitas digunakan 2 jenis indikator yaitu : Phenolpthalein (pp) dan
Methyl Orange (m.o.). Perubahan warna pada akhir titik titrasi dengan menggunakan indikator
m.o. biasanya agak sulit diamati (tidak jelas). Untuk itu, m.o. bisa diganti dengan campuran
Bromeresol Green dan Methyl Red (BOG + MR) atau campuran Xylene Cyanole dan Methyl
Orange (XC + MO) yang memberikan perubahan warna yang lebih jelas pada akhir titrasi.
Indikator pp berubah warna pada pH 8,3 untuk menetukan alkalinitas karbonat. Sedangkan
indikator m.o. atau penggantinya berubah warna pada pH 4,5 untuk menentukan alkalinitas
bikarbonat (alkalinitas total). Satuan alkalinitas dinyatakan dalam ppm CaCO3 atau mg CaCO3/L.
Reaksi-reaksi yang terjadi dalam titrasi alkalinitas (Rainwater dan Thatcher dalam Lind,
1995) adalah:
CO3= + H +  HCO3- ..... titrasi dengan indikator pp  pH 8,3
HCO3- (dari CO3=) + H +  H2O + CO2 ..... titrasi dengan indikator m.o.
Sampai  pH 4,5
HCO3- (dari air) + H +  H2O + CO2

..... titrasi dengan indikator m.o.

Sampai  pH 4,5

Pembuatan pereaksi

a. Akuades
Akuades yang digunakan harus memiliki tingkat kemurnian yang tinggi dan telah
mengalami deionisasi. Didihkan selama 15 menit untuk membebaskan CO2 dan biarkan dingin.
b. Larutan Na2CO3 0,050 N
Keringkan 3 – 5 gr Na2CO3 bebas air dalam oven 250 oc selama 4 jam, lalu dinginkan
dalam desicator. Timbang sebanyak 2,5 g. Masukkan ke dalam gelas piala 1 liter dan tambahkan
300 ml akuades. Aduk dengan menggunakan pengaduk gelas. Pindahkan ke dalam labu takar
1000 ml, tambahkan lagi akuades hingga mencapai tanda tera, tutup dan aduk dengan
menggunakan “magnetic stirer”.
c. Larutan HCl0,1 N
Pipet 8,3 ml HCI pekat (=11-12 N) dan masukan ke dalam takar 1000 ml yang berisi
akuades; tambahkan akuades sampai tanda tera.
d. Larutan H2SO4 0,1 N
Pipet 2,8 ml H2SO4 pekat (=36 N), masukkan ke dalam takar 1000 ml berisi akuades,
tambahkan akuades sampai tanda tera.
Standarisasi larutan HCI atau H2SO4 (APHA,1989) adalah:
(a) Pipet 40,00 ml larutan Na2CO3 0,050 N, masukkan ke dalam erlenmeyer, tambahkan
60,00 akuades, aduk.
(b) Titrasi dengan 0,1 N HCI atau H 2SO4 sampai pH 5 atau lebih dengan menggunakan
pH-meter, catat volume titran yang digunakan,
(c) Tutup erlenmeyer dengan gelas yng didihkan hati-hati selama 3-5 menit, dinginkan.
Untuk mendapatkan akurasi yang lebih baik, titik akhir titrasi ditentukan dengan pHmeter sebagai berikut:
Pada: pH 5,1 bila alk. Total sekitar 30 ppm CaCO3
pH 4,8 bila alk. Total sekitar 150 ppm CaCO3
pH 4,5 bila alk. Total sekitar 500 ppm CaCO3

Skema : Hubungan antar CO2, HCO3-,CO3=,OH-, dan alkalinitas total. Tambahkan 2 tetes
indikator BOG+MR lalu lanjutkan titrasi sampai warna merah kebiruan (bila
menggunakan indikator Methyl orange, sampai berwarna orange).
e.

Hitung kepadatan normalitas HCI dengan:
N 

Ax B
53 x C

A = Banyaknya Sodium karbonat yang digunakan (gram) untuk membuat larutan 0,050 N.
B = Volume Sodium Karbonat yang dititrasi
C = Total volume HCI yang digunakan dalam titrasi.
f. Larutan HCI 0,02 N
Pipet 20 ml HCI 0,1 N, encerkan dengan akuades (hati-hati) sampai 100 ml.
Distandarisasi dengan cara yang sama dengan prosedur 3 diatas.
g. Larutan H2SO4 0,02 N
Pipet 20 ml dari larutan 0,1 N H2SO4 dan encerkan menjadi 100 ml dengan akuades (hatihati).
Larutan ini dapat distandarisasi dengan cara sebagai berikut :
(a)

Buat larutan Na2CO3 0,020 N dengan menimbang 1,0600g Sodium karbonat
bebas air (sudah dioven pada 140OC dan didinginkan dalam desikator), untuk
dilarutkan dalam 1000 ml akuades dalam labu takar.

(b)

Pipet 10 ml Na2CO3 0,020 N, masukkan ke dalam erlenmeyer.

(c)

Tambahkan 90 ml akuades dan 2-3 tetes indikator BOG+MR.

(d)

Titrasi dengan H2SO4 0.02 N sampai terbentuk warna merah kebiruan (pH=4,5).
Dengan indikator Methyl Orange, pada titik akhir titrasi, satu tetes asam sulfat sudah
mengakibatkan perubahan warna dari kuning ke Oranye (jingga).

(e)

Normalitas H2SO4 dihitung dengan persamanan :
N1 x V2 = N2 X
V2

N = Normalitas ; V = Volume.
h. Indikator Bromeresol Green dan Methyl Red (BOG+MR)
Timbang 20 mg Methyl Red Sodium Salt dan 100 ml Bromeresol Sodium Salt.
Masukkan ke dalam gelas piala. Tambahkan 100 ml akudes, aduk dengan pengaduk gelas. Dapat
juga digunakan 100 ml Ethyl Alkohol 95% atau Isopropyl Alkohol 95% sebagai pengganti
akudes.
i. Indikator Phenolphthalein (pp)
Lihat pada analisa CO2.
j. Indikator Methyl Orange 0,05
Lihat pada analisa CO2
k. Larutan Sodium Thiosulfat 0,1 N
Timbang 5 g Sodium Thiosulfate (Na2S2O3-5H20), masukkan ke dalam gelas piala.
Tambahkan 100 ml akuades aduk dengan gelas pengaduk. Masukkan ladu takar 200 ml,
tambahkan akudes hingga tepat tanda tera.
Prosedur pengukuran Alkalinitas
Air sampel untuk analisa alkalinitas diambil dengan botol gelas atau botol polyethylene
300 ml. Diisi sampai penuh dan ditutup dengan rapat. Segera dianalisa dilapangan (in situ).
a.

Pipet air sempal sebanyak 50 ml, masukkan ke dalam erlenmeyer.

b.

Tambahkan 2 tetes indikator pp. Bila :
(a) Terbentuk warna pink, lanjutkan ke- c.
(b) Tidak berwarna, lanjutkan ke- d.

c.

Titrasi dengan HCI atau H2SO4 0,02 N, hingga terjadi perubahan warna dari pink menjadi
tidak berwarna. Catat titrant yang digunakan (sebut saja = A ml).

d.

Tambahkan indikator BOG + MR sebanyak 3–4 tetes dengan titran yang sama hingga
terjadi perubahan warna dari biru menjadi merah kebiruan. Catat volume titran yang
digunakan (misalnya = B ml).

Perhitungan :
A x N titran x 100

a.

Alkalinitas pp (ppm CaCO3) 

b.

Alkalinitas Total (ppm CaCO3) 

x 1000
2
Volume sampel

(A  B) x N titran x 100

2

x 1000

Volume sampel

KESADAHAN TOTAL

Kesadahan pada dasarnya menggambarkan kandungan Ca++, mg dan ion-ion logam
polivalen lainnya seperti Al , Fe , Mn , Sr , Zn , dan H yang terlarut dalam air. Kation-kation
tersebut terutama akan berikatan dengan anion bikarbonat, karbonat dan bila ada dengan sulfat.
Tetapi karena hanya Ca++ dan Mg++ yang biasa terdapat dalam perairan alami dalam jumlah yang
relatif besar, sedangkan ion-ion logam lainnnya ada dalam jumlah sedikit (dapat diabaikan),
maka biasanya kesadahan dapat dianggap hanya menggambarkan kandungan Calsium dan
Magnesium yang terlarut dalam air. Dalam keadaan seperti ini nilai kesadahan total akan lebih
kecil atau sama dengan alkalinitas total. Akan tetapi apabila kesadahan total lebih besar dari pada
alkalinitas total, maka konsentrasi logam-logan lainnya, disamping Ca ++ dan Mg++, juga ada
dalam jumlah cukup besar. Kelebihan kesadahan tersebut menunjukkan “ kesadahan non
karbonat”.
Tabel 1. Klasifikasi nilai kesadahan menurut Sawyer dan McCarty (1967) dalam Boyd, 1979
Kesadahan

Klasifikasi

0 - 75

ppm

Rendah (Soft)

75 - 150

ppm

Moderat (Moderately Hard)

150 - 300

ppm

Sadah (Hard)

> 300

ppm

Sangat Sadah (Very Hard)

Kesadahan yang disebabkan oleh ion-ion Ca dan Mg yang berikatan dengan bikarbonat
disebut kesadahan sementara (temporer). Kesadahan sementara ini akan hilang bila air
dididihkan. Karena bikarbonat akan berubah menjadi karbonat dan Calsium serta Magnesium
akan mengendap.
Pendidihan
Ca (HCO3)2

CaCO3 + CO2 + H2O
Pendidihan

Mg (HCO3)2

MgCO3 + CO2 + H2O

Kesadahan permanen adalah kesadahan yang disebabkan oleh garam-garam Ca dan Mgkarbonat (CaCO2 dan MgCO3) dan garam-garam dari asam anorganik (CaSO4).
Kesadahan total meliputi kesadahan permanen dan kesadahan sementara. Satuan
kesadahan dinyatakan dalam ppm CaCO3 atau mg CaCO3/L.
Prinsip Analisa
“Ethylene-Diamine Tetraacetic Acid” dan garam-garam sodiumnya (Na-EDTA) akan
membentuk senyawa kompleks bila ditambahkan ke dalam larutan kation logam (metal) tertentu.
Jika sejumlah kecil “dye” seperti Eriochrome Black T ditambahkan ke dalam larutan yang
mengandung ion-ion Ca EDTA ditambahkan sebagai titran, maka Calsium dan Magnesium akan
diikat menurut senyawa kompleks. Apabila Calsium dan Magnesium telah habis diikat oleh
EDTA maka larutan akan berubah warna menjadi biru cerah yang merupakan titik akhir titrasi.
Secara ringkas titrasi ini dapat digambarkan dalam persamaan reaksi sebagai berikut :
Ca++ + Mg++ + Ca&Mg-EBT kompleks + EDTA

CaEDTA – EBT (biru)

(merah anggur)
Warna biru terjadi pada pH 8,5 -10,0. Oleh karena itu digunakan larutan buffer untuk
mempertahankan pH antara 9,0 – 10,0. Hal ini penting, karena indikator EBT tersebut
mempunyai dua perubahan warna yaitu:
Merah anggur

Biru
pH= 8,3

Orange
pH = 11,5

Lama proses titrasi dibatasi hingga tak lebih dari 5 menit untuk meminimalkan
kecenderungan pengendapan CaCO3.
Beberapa ion logam seperti : Al, Ba, Cd, Co, Fe, dan sebagainya dapat menyebabkan titik
akhir titrasi tidak jelas atau sulit dideteksi. Untuk mengurangi pengaruh senyawa pengganggu
tersebut perlu ditambahkan inhibitor tertentu sebelum titrasi dengan EDTA (APHA, 1989).
Adanya bahan organik tersuspensi atau koloid juga dapat mengganggu proses titrasi.
Pembuatan pereaksi
1. Larutan Buffer

Timbang 67,5 gram NH4CI dan pipet 570 ml NH4OH peka b, kemudian larutkan dalam
akuades hingga 1000ml.
2. Indikator Eriochrome Block-T (EBT)
Sebanyak 0,50 gram Eriochrome Black-T dicampur dengan 4,5 g Hydroxylamine
hydrochloride dan dilarutkan dalam 70% ethanol atau Isopropyl alkohol. Larutan ini dapat
bertahan hingga 2-3 bulan. Untuk pembuatan indikator yang berupa “powder”, campurkan 0,5
gram EBT dengan 100 gram NaCI. Simpan dalam botol yang tertutup rapat.
3. Larutan CaCI2 0,010 M
Timbang 1000 gram CaCO3 murni dan masukkan ke dalam gelas piala 500 ml.
Tambahkan [1:1] HCI (= 50% HCI pekat + 50% akuades) perlahan-lahan sampai semua CaCO 3
larut, dan encerkan dengan akuades sampai 200 ml kemudian didihkan 5-10 menit untuk
membebaskan CO2, biarkan dingin. Tambahkan NH4OH 3N secukupnya hingga ph larutan
mencapai 7 (gunakan pH meter). Pindahkan ke dalam labu ukur 1.000 ml tambahkan akuades
hingga tanda tera (1.000 ml).
4. Larutan Na-EDTA titran
Larutan 4,00 gram Disodium EDTA dan 100 mg MgCl 2. 6H2O dalam akuades, aduk
hingga merata, kemudian tambahkan lagi akuades hingga volume 1000 ml. Larutan ini harus
distandarisasi.
5. Standarisasi larutan Na-EDTA
Pipet 10,00 ml CaCl2 0,010 M standar, masukkan ke dalam Erlenmeyer 250 ml,
tambahkan 90 ml akuades. Tambahkan 8 tetes indikator EBT. Titrasi dengan EDTA sampai
terjadi perubahan warna. Hitung molaritas EDTA dengan persamaan :
M2 * V2 = M1 * V1

M = molaritas;

V = volume

Prosedur Pengukuran Kesadahan Total
1. Pipet sebanyak 100 ml air sampel, masukkan ke dalam Erlenmeyer.
2. Tambahkan 2 ml larutan buffer, aduk.
3. Tambahkan 8 tetes indikator EBT, aduk.

4. Titrasi dengan Na-EDTA hingga terjadi perubahan warna dari merah anggur kebiru.
Catatan :
1. Kesadahan total = Kesadahan Ca + Kesadahan Mg.
2. Titrasi harus dilakukan segera setelah penambahan larutan buffer dan indikator.
Air sampel untuk analisa kesadahan hanya bisa disimpan selama 1-2 hari
Perhitungan :
ml titran x M titran x 100,1 x 1000
Kesadahan total (mg/L CaCO3) =
ml sampel
Kesadahan Ca
Prinsip penentuan Ca++ hampir sama dengan penentuan kesadahan total, hanya diperlukan
larutan buffer yang berbeda untuk mempertahankan pH yang lebih tinggi (yaitu pH 12-13) dan
digunakan

Murexide

(AmmoniumPurpurate)

sebagai indikator. Akhir titrasi

denganperubahan warna dari pink ke ungu (purple).
Pembuatan Pereaksi
Larutan NaOH 1 N
Timbang 40 g NaOH dan larutkan dalam akuades. Larutan ini berfungsi sebagai
buffer.
1. Indikator Murexide.
Indikator ini biasanya sudah tersedia dalam bentuk kristal Campuran 200 g
Murexide dan 100 g NaCI, kemudian digerus simpan dalam botol gelap.
2. Larutan Na-EDTA standar, titran
(sama seperti yang digunakan untuk Kesadahan Total).
Prosedur Pengukuran Kesadahan Ca
1. Pipet 100 ml air sampel, masukkan ke dalam erlenmeyer.
2. Tambahkan 4,0 ml 1N NaOH, aduk.

ditandai

3. Tambahkan 0,1-0,2 gram(+ seujung pengaduk) murexide, aduk sambil segera dititrasi
dengan Na-EDTA dengan hati-hati sampai terjadi perubahan warna dari merah (pink) ke
ungu (orchid purple). Akhir titrasi ditandai dengan penambahan satu tetes titran yang
tidak lagi mengubah insensitas warna ungu-biru.
Perhitungan :
ml titran x M titran x 100,1 x 1000
Kesadahan Ca++ (mg/L CaCO3) =
ml sampel

Analisa Nitrogen
Nitrogen di perairan terdapat dalam bentuk gas N2, NO2-, NO3-, NH3 dan NH4

+

serta

sejumlah N yang berikatan dalam organik kompleks (Haryadi, 2003). Sumber nitrogen terbesar
berasal dari udara, sekitar 80% dalam bentuk nitrogen bebas yang masuk melalui sistem fiksasi
biologis dalam kondisi aerobik. Menurut Chester (1990), keberadaan nitrogen di perairan dapat
berupa nitrogen anorganik dan organik.Nitrogen anorganik terdiri atas ion nitrit (NO2-), ion nitrat
(NO3-), ammonia (NH3), ion ammonium (NH4+) dan molekul N2 yang larut dalam air, sedangkan
nitrogen organik berupa protein, asam amino dan urea akan mengendap dalam air.
1.Ammonia-Nitrogen
Amonia adalah senyawa kimia berupa gas dengan bau tajam yang khas. Sumber ammonia
pada wadah budidaya berasal dari limbah metabolisme ikan dan sisa pakan yang tidak dimakan.
Dalam air ammonia berada dalam dua bentuk yaitu ammonia tidak terionisasi (NH3) dan
ammonia terionisasi (NH4+). Jumlah total kedua bentuk ammonia ini disebut dengan total
ammonia nitrogen atau TAN (Ebeling at al. 2006). Keberdaan NH3 diperairan sangat dihindari
karena bersifak toksik. Stickey (2005) menyatakan bahwa NH3 dalam media budidaya harus
lebih rendah dari 0,8 mg/L.
Prinsip analisa
Penentuan ammonia-nitrogen digunakan metode Indophenol (metoda phenate). Metoda
ini memberikan hasil yang cukup baik untuk ananlisa air yang mempunyai nilai kesadahan total
(400 mg/L dan konsentrasi nitrit-N