linearis yang Mampu Hidup

75 Jumlah konidia yang diproduksi pada tiap telur yang tidak menetas akan sangat berperan di lapangan sebagai sumber inokulum sekunder bagi perkembangan patogen di lapangan Samuels Coracini 2004. Semakin banyak jumlah konidia yang terbentuk pada tiap telur yang tidak menetas mengakibatkan semakin efektif agens hayati tersebut dalam menyebabkan epizooti yang akan terjadi pada hama inang di lapangan Purlong Pell 2001; Ganga-Visalakshy et al. 2004. Hal ini disebabkan konidia merupakan salah satu organ infektif cendawan entomopatogen yang berperan utama untuk pemencaran dan proses infeksi Wraight et al. 2001; Lerche et al. 2004. Menurut Fatiha et al. 2007 cendawan entomopatogen yang mampu bersporulasi dengan baik akan lebih menguntungkan karena isolat tersebut mampu menimbulkan epizooti dalam waktu yang lebih pendek. Selain itu, untuk perbanyakan dengan tujuan produksi massal maka bioinsektisida tersebut membutuhkan jumlah inokulum yang lebih sedikit sehingga lebih efisien. Di lapangan, umumnya sistem transmisi cendawan entomopatogen terjadi secara horizontal artinya pindah dari serangga yang mati ke serangga inang sehat dengan bantuan angin, air, serangga, maupun aktivitas manusia Wagner Lewis 2000; Chun Mingguang 2004. Jumlah Nimfa II

R. linearis yang Mampu Hidup

Pengamatan peluang hidup nimfa R. linearis untuk berkembang menjadi serangga dewasa hanya dibatasi pada stadia nimfa II. Penelitian sebelumnya menunjukkan bahwa nimfa II yang berhasil hidup akan berpeluang besar berkembang menjadi imago. Hasil penelitian menunjukkan bahwa nimfa II yang mampu hidup terendah terjadi pada perlakuan telur umur kurang satu hari, yaitu hanya 9 Gambar 17. Pada perlakuan tersebut jumlah nimfa I yang hidup awalnya sebanyak 15, setelah tiga hari sebagian serangga tidak dapat berganti kulit karena tubuh serangga dikolonisasi miselium L. lecanii Gambar 18a. Hal ini diduga karena embrio di dalam telur sebenarnya sudah terinfeksi cendawan sebelum telur menetas sehingga 76 perkembangan embrio terganggu dan tidak dapat melanjutkan menjadi serangga dewasa. 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 1 2 3 4 5 6 7 Umur telur R. linearis setelah diletakkan oleh imago hari P er sen ta se n im fa I I R . li n e a ris ya ng hi dup Gambar 17 Rata-rata persentase nimfa II R. linearis yang mampu hidup setelah terinfeksi L. lecanii pada stadia telur. Infeksi L. lecanii pada telur mengakibatkan banyak nimfa I yang tidak dapat berkembang menjadi nimfa II, meskipun pada tubuh serangga tidak tampak adanya kolonisasi miselium. Kematian serangga ditandai pembengkaan dan rusaknya organ tubuh serangga khususnya pada bagian abdomen yang terlihat perubahan warna cenderung menjadi hitam Gambar 18b. Kejadian ini disebabkan serangga mengalami lisis pada struktur abdomen bagian dalam. Diduga penyebab kerusakan struktur organ tersebut sebagai akibat dari reaksi toksin yang dihasilkan oleh L. lecanii. Cendawan L. lecanii menghasilkan toksin beauvericin, dipicolinic acid, hydroxycarboxylic acid, dan cyclosporin yang mampu mendegradasi dinding kutikula serangga Charnley 2003a 2003b; Murakoshi et al. 2005. Paralisis yang terjadi pada tubuh serangga muda yang diakibatkan oleh toksin dari cendawan entomopatogen juga sudah banyak dilaporkan oleh beberapa peneliti sebelumnya Soman et al. 2001; Asaff et al. 2005; Liande et al. 2007. d c 1 1 2 3 4 5 6 b b a a a 77 Gambar 18 Nimfa I R. linearis yang gagal berkembang menjadi nimfa II setelah terkolonisasi L. lecanii a dan struktur abdomen nimfa I R. linearis yang mengalami lisis setelah terinfeksi L. lecanii b. Hasil penelitian Gindin et al. 2000 menunjukkan bahwa peluang untuk menetas telur B. tabaci yang terinfeksi V. lecanii sangat kecil. Meskipun telur masih mampu menetas namun akhirnya nimfa yang terbentuk juga gagal melangsungkan hidupnya karena tubuh serangga diduga sudah terinfeksi cendawan. Cendawan V. lecanii mempunyai kelebihan, yaitu mampu menginfeksi stadia telur, nimfa, maupun imago pada banyak jenis serangga, khususnya B. argentifolii Bellows Perring Homoptera: Aleyrodidae Hoddle 1999. Olivares-Bernabeu dan Lopez-Llorca 2002 juga melaporkan bahwa V. lecanii mampu menginfeksi telur nematoda parasit tanaman Meloidogyne spp. dan Heterodera spp. Pengamatan dengan mikroskop elektron menunjukkan bahwa hifa V. lecanii yang terbentuk mampu melakukan penetrasi ke dalam telur nematoda Globodera pallida Stone hanya dalam waktu 24 jam Aviva Sikora 1992. Selanjutnya, telur yang terinfeksi V. lecanii tidak dapat melangsungkan hidupnya berkembang menjadi stadia juvenil. Hasil penelitian ini menginformasikan bahwa telur yang baru diletakkan oleh imago 1–1 hari sangat rentan terhadap infeksi L. lecanii. Oleh karena itu, untuk a b 78 menekan perkembangan R. linearis di lapangan sebaiknya dianjurkan aplikasi L. lecanii yang dilakukan pada tanaman berumur kurang lebih 35 hari setelah tanam HST. Berdasarkan hasil monitoring yang dilakukan Tengkano et al. 1992, di lapangan pada umur tersebut imago R. linearis datang pertama kali di pertanaman kedelai untuk meletakkan telurnya. Meskipun aplikasi L. lecanii pada telur R. linearis yang berumur lebih tua kurang efektif dibandingkan telur yang berumur lebih muda, namun telur-telur tersebut yang berhasil dikolonisasi oleh cendawan dapat berperan sebagai sumber inokulum sekunder yang potensial bagi penyebaran patogen di lapangan. Dengan demikian, sumber inokulum tersebut juga memberi kontribusi yang cukup besar dalam proses epizooti sehingga keberadaannya perlu diperhitungkan dalam mempertahankan populasi hama di lapangan. Kesimpulan Semakin tinggi kerapatan konidia L. lecanii yang diaplikasikan semakin efektif untuk menekan perkembangan telur R. linearis. Kerapatan konidia L. lecanii yang maksimal untuk menekan perkembangan telur R. linearis adalah 10 8 ml. Semakin tua umur telur akan semakin toleran terhadap infeksi L. lecanii. Telur R. linearis yang baru diletakkan imago 1–1 hari sangat rentan terhadap infeksi L. lecanii. Telur yang berumur 2 dan 3 hari agak toleran, sedangkan telur yang berumur empat, lima, dan enam hari sangat toleran terhadap infeksi L. lecanii. Telur R. linearis yang terinfeksi L. lecanii akan terlambat waktu menetasnya sehingga perkembangan serangga yang ada menjadi tidak sesuai dengan perkembamgan polong dan biji kedelai. Setiap telur yang tidak menetas setelah terinfeksi L. lecanii mampu memproduksi konidia hingga mencapai 7.2 x 10 6 ml. Semakin banyak konidia yang diproduksi dari tiap telur yang tidak menetas semakin potensial cendawan tersebut sebagai sumber inokulum sekunder yang berfungsi sebagai sistem transmisi patogen. 79 Daftar Pustaka Aiuchi D, Horie S, Koike M. 2008a. Lecanicillium lecanii =Verticillium lecanii penetrate into Trialeurodes vaporariorum egg. 41 st Annual Meeting of the Society for Invertebrate Pathology and 9 th International Conference on Balcillus thuringiensis. 3-7 Aug 2008. University of Warwick, Coventry, United Kingdom. Aiuchi D et al. 2008b. Variation in growth at different temperatures and production and size of conidia in hybrid strains of Verticillium lecanii =Lecanicillium lecanii Deuteromycotina: Hyphomycetes. J Appl Entomol Zool 43;3:427-436. Asaff A, Cerda-Gracia-Rojas C, Torre MdeLa. 2005. Isolation of dipicolinic acid as a insecticidal toxin from Paecilomyces fumosoroseus. Appl Microbiol and Biotechnol 68;4:542-547. Ashouri A, Arzanian N, Askary H, Rasoulian GR. 2004. Pathogenicity of the fungus Verticillium lecanii to the green peach aphid Myzus persicae Homoptera: Aphididae. Commun Agric Appl Biol Sci 69;3:205-209. Aviva U, Sikora RA. 1992. Use of non-target isolates of the entomopathogenic Verticillium lecanii Zimm. Viegas to control the potato cyst nematode Globodera pallida Stone. Nematol 38;4:123-130. Barbosa CC, Monteiro AC, Correia Ado-CB. 2002. Growth and sporulation of Verticillium lecanii isolates under different nutritional conditions. Pesq Agropec Braz 37;6:821-829. Behnke CN, Yendol WG. 2006. Pathogenesis of an Aspergillus flavus infection of Galleria mellonella eggs. Biol Contr 14;2:177-184. Bradley CA, Black WE, Kearns R, Wood P. 1992. Role of production technology in mycoinsecticide development. Di dalam: Leatham GF, editor. Frontiers in Industrial Mycol. Chapman Hall, New York, hlm 160-173. Charnley AK. 2003a. Fungal pathogens of insects from mechanisms of pathogenicity to host defense. Department of Biology Biochemistry University of Bath. http:www.bath.ac.ukexperticeshowperson.php?employeenumber=573 [12 Sep 2008]. Charnley AK. 2003b. Fungal pathogens of insects: Cuticle degrading enzymes and toxins. Advances in Botanical Res 40:241-321. 80 Chun C, Mingguang F. 2004. Observation on the initial inoculum source and dissemination of entomophthorales-caused epizootics in populations of cereal aphids. Sci China C Life Sci 47;1:38-43. del-Prado EN, Lannacone J, Gomez H. 2008. Effect of two entomopathogenic fungi in controlling Aleurodicus cocois CURTIS, 1846 Homoptera: Aleyrodidae. Chilean J Agric Res 68;1:21-30. dos-Santos DC, Gregorio EA. 2003. Deposition of the eggshell layers in the sugar cane borer Leipdoptera: Pyralidae: ultrastructure aspects. Acta Micros 12;1: 37-41. Fatiha L, Ali S, Ren S, Afzal M. 2007. Biological characteristics and pathogenicity of Verticillium lecanii against Bemisia tabaci Homoptera: Aleyrodidae on eggplant. Pak Entomol 29;2:63-72. Fenice M, Selbmann L, di-Giambattistar R, Federici F. 1998. Chitinolytic activity at low temperature of an antartic strain A3 of Verticillium lecanii. Res in Microbiol 149;4:289-300. Ganga-Visalakshy PN, Manoj-Kumar A, Krisnamoorthy A. 2004. Epizootics of fungal pathogen Verticillium lecanii Zimmermann on Thrips palmi Karny. Insect Environ 10;3:134-135. Gaino E, Piersanti S, Rebora M. 2008. Egg envelop synthesis and chorion modification after oviposition in the dragonfly Libellula depressa Odonata: Libellulidae. Tissue and Cell 40;5:317-324. Gao L, Sun MH, Liu XZ, Che S. 2006. Effect of carbon concentration and carbon to nitrogen ratio on the growth and sporulation of several biocontrol fungi. Mycol Res 111;1:87-92. Gindin G, Geschtovt NU, Raccah B, Barash I. 2000. Pathogenicity of Verticillium lecanii to different developmental stages of the silverleaf whitefly Bemisia argentifolii. Phytopar 28;3:231-242. Goettel MS et al. 2008. Potential of Lecanicillium spp. for management of insects, nematodes, and plant disease. J Invertebr Pathol 98;3:256-261. Hoddle MS. 1999. The biology and management of Silverleaf Whitefly Bemisia argentifolii Bellows and Perring Homoptera: Aleyrodidae on greenhouse grown ornamentals. http:www.biocontrol.urc.edubemisia.htmlverticillium [5 Sep 2008]. 81 Isaka M, Kittakoop P, Kirtikara K, Hywel-Jones NL, Thebtaranonth Y. 2005. Bioactive substances from insect pathogenic fungi. Acc Chem Res 38:813-823. Kim JJ et al. 2001. Control of cotton aphid and greenhouse whitefly with a fungal pathogen. http:www. agnet. org libraryarticleeb502b.html. [17 Sep 2006]. Lacey LA, Kirk AA, Millar L, Mercadier G, Vidal C. 1999. Ovicidal and larvicidal activity of conidia and blastospores of Paecilomyces fumosoroseus Deuteromycotina: Hyphomycetes against Bemisia argentifolii Homoptera: Aleyrodidae with a description of a bioassay system allowing prolonged survival of control insects. Biol Contr Sci and Technol 9:9-18. Lee MH, Yoon YS, Yun T, Kim HS, Yoo JK. 2002. Selection of a highly virulent Verticillium lecanii strain against Trialeurodes vaporariorum at various temperatures. J Microbiol and Biotechnol 12;1:145-148. Lee J, Kang S, Yoon C, Kim J, Chei D. 2006. Verticillium lecanii spore formulation using UV protectant and wetting agent and the biocontrol of cotton aphids. Mycopathol 161;2:1041-1045. Lerche S, Meyer U, Sermann H, Buetther S. 2004. Dissemination of the entomopathogenic fungus Verticillium lecanii Zimmermann Viegas Deuteromycotina: Hyphomycetes in a population of Frankliniella occidentalis Pergande, 1895 Thysanoptera: Thripidae. Commun Agric Appl Biol Sci 69;3: 195-200. Liande W, Jian H, Minsheng Y, Xiong G, Bo L. 2007. Toxicity and feeding deterence of crude toxin extracts of Lecanicillium lecanii =Verticillium lecanii Deuteromycotina: Hyphomycetes against sweet potato whitefly, Bemisia tabaci Homoptera: Aleyrodidae. Pest Manag Sci 63;4:381-387. Liu BL, Kao PM, Tzeng YM, Feng KC. 2003. Production of chitinase from Verticillium lecanii F091 using submerged fermentation. Enzym and Microbiol and Technol 33;4:410-415. Loureiro E de S, de-Oliveira NC, Wilcken CF, Filho AB. 2004. Pathogenicity of Verticillium lecanii to pine aphid. Soc de Inves Flor 28;5:765-770. Lu ZX, Laroche A, Huang HC. 2005. Isolation and characterization of chitinases from Verticillium lecanii. Can J Microbiol 51;12:1045-1055. Marwoto. 1992. Masalah pengendalian hama kedelai di tingkat petani. Di dalam: Marwoto, Saleh N, Sunardi, Winarto A, editor. Risalah Lokakarya Pengendalian Hama Terpadu Tanaman Kedelai. Malang, 8-10 Agu 1991. Balittan Malang: hlm 37-43. 82 Murakoshi S et al. 2005. Presence of toxic substance in fungus bodies of the entomopathogenic fungi, Beauveria bassiana and Verticillium lecanii. Appl Entomol and Zool 13;2:97-102. Nahar PB et al. 2008. Effect of repeated in vitro subculturing on the virulence of Metarhizium anisopliae against Helicoverpa armigera Lepidoptera: Noctuidae. Biol Contr Sci and Technol 18;4:337-355. Olivares-Bernabeu CM, Lopez-Llorca LV. 2002. Fungal egg-parasites of plant- parasitic nematodes from Spanish soils. Rev Iberoam Micol 19:104-110. Purlong MJ, Pell JK. 2001. Horizontal transmission of entomopathogenic fungi by the diamondback moth. Biol Contr 22:288-299. Prayogo Y. 2004. Keefektifan lima jenis cendawan entomopatogen terhadap hama pengisap polong kedelai Riptortus linearis F. Hemiptera: Alydidae dan dampaknya terhadap predator Oxyopes javanus Thorell Araneida: Oxyopidae. [tesis]. Bogor: Sekolah Pascasarjana, Institut Pertanian Bogor. Prayogo Y, Santoso T, Widodo. 2005. Kerentanan stadia nimfa hama pengisap polong kedelai Riptortus linearis F. Hemiptera; Alydidae terhadap jamur entomopatogen Verticillium lecanii. J Agrikultura, Fakultas Pertanian Universitas Padjadjaran Bandung 16;2:125-132. Sahayaraj K, Namasivayam SKR. 2008. Mass production of entomopathogenic fungi using agricultural products and by products. African J Biotechnol 7;12:1907- 1910. Sahlen G. 2000. Eggshell ultrastructure in Onychogomphus forcipatus Odonata: Gomphidae. International J Insect Morphol and Embryol 24;3:281-286. Shi Z, Li M, Zang L. 2006. Effects of nutrients on germination of Verticillium lecanii =Lecanicillium lecanii conidia and infection of greenhouse whitefly Trialeurodes vaporariorum. Biol Contr Sci and Technol 16;6:599-606. Shinya R et al. 2008a. Effect of fungal culture filtrates of Verticillium lecanii =Lecanicillium lecanii hybrid strain on Heterodera glycines eggs and juveniles. Biol Contr 16;5:245-251. Shinya R et al. 2008b. Pathogenicity and its mode of action in different sedentary stages of Heterodera glycines Tylenchida: Heteroderidae by Verticillium lecanii =Lecanicillium lecanii hybrid strains. J Appl Entomol Zool 43;2:227- 233. 83 Samuels RI, Coracini DLA. 2004. Selection of Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae isolates for the control of Blissus antillus Hemiptera: Lygaenidae. Sci Agric Piracicaba Braz 61;3:271-275. Soman AG, Gloer JB, Angawi RF, Wicklow DT, Dowd PF. 2001. Vertilecanins: A new phenopicolinic acid analoques from Verticillium lecanii. J Nat Prod 64;2:189-192. Soesanto L, Darsam. 1993. Mikroba entomopatogenik: patogenisitasnya terhadap telur Nezara viridula L. Di dalam: Martono E, Mahrub E, Putra NS, Trisetyawati Y, editor. Simposium Patologi Serangga I. Yogyakarta, 12-13 Okt 1993. Tengkano W, Arifin M, Tohir AM. 1992. Biokeologi, Serangan dan Pengendalian Hama Pengisap dan Penggerek Polong Kedelai. Di dalam: Marwoto, Saleh N, Sunardi, Winarto A, editor. Risalah Lokakarya Pengendalian Hama Terpadu Tanaman Kedelai. Malang, 8-10 Agu 1991. Balittan Malang. hlm 117-153. Tengkano W et al. 2003. Status hama penyakit kedelai dan musuh alami di lahan kering masam. Laporan Hasil Penelitian Tahun 2003. Balai Penelitian Tanaman Kacang-kacangan dan Umbi-umbian Malang. Tengkano W et al. 2005. Status hama kedelai dan musuh alaminya di lahan kering masam Propinsi Lampung. Lokakarya dan Seminar Nasional Peningkatan Produksi Kacang-kacangan dan Umbi-umbian Mendukung Kemandirian Pangan. Malang, 26-27 Juli 2005. Tengkano W et al. 2006. Evaluasi status hama penyakit kedelai dan musuh alami sebagai agens hayati untuk pengendalian OPT pada kedelai. Laporan Hasil Penelitian Tahun 2006 C-1. Balikabi Malang. Verhaar MA, Hijwegen T, Zadoks JC. 2004. Improvement of the efficacy of Verticillium lecanii used in biocontrol of Sphaerotheca fuliginea by addition of oil formulation. Biol Contr 44;1: 73-87. Vey A, Hoagland RE, Butt TM. 2001. Toxic metabolites of fungal biocontrol agents. Di dalam: Butt TM, Jackson CW, Magan N, editor. Fungi as Biocontrol Agents : Progress, Problem, and Potential. CABI Publishing; CABI International Wallingford, Oxon. hlm 311-346. Wang L, Huang J, You M, Liu B. 2004. Time-dose-mortality modelling and virulence indices for six strains of Verticillium lecanii against sweet potato whitefly Bemisia tabaci Genadius. J Appl Entomol 128;7:294-500. 84 Wang L, Huang J, You M, Guan X, Liu B. 2005. Effects of toxins from two strains of Verticillium lecanii Deuteromycotina: Hyphomycetes on bioattributes of a predatory ladybeetle Delphastus catalinae Coleoptera: Coccinellidae. J Appl Entomol 129;1:32-38. Wang L, Huang J, You M, Guan X, Liu B. 2007. Toxicity and feeding deterence of crude toxin extracts of Lecanicillium lecanii =Verticillium lecanii Deuteromycotina: Hyphomycetes against sweet potato whitefly Bemisia tabaci Homoptera: Aleyrodidae. Pest Manag Sci 63;4:381-387. Wagner BL, Lewis LC. 2000. Colonization of corn Zea maize by the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana. Appl Environ Microbiol 66;8: 3468-3473. Williams MDC, Edmondson RN, Gill. 2000. The potential of some adjuvants in promoting infection with Verticillium lecanii : laboratory bioassays with Myzus persicae. Ann of App Biol 137;3:337. http:www.blackwell- synergy.comdoiabs10.1111j.1744-7348.2000.tb00075X [26 Jul 2006]. Wilson K, Cotter SC, Reeson AF, Pell JK. 2008. Melanism and disease resistance in insects. Ecol Letters 4;6:637-649. Wraight SP, Jackson MA, de-Kock SL. 2001. Production, stabilization, and formulation of fungal biocontrol agents. Di dalam: But TM, Jackson C, Magan N, editor. Fungi as Biocontrol Agents. United Kingdom: CABI Publishing. hlm 253-287. BAB V PENAMBAHAN MINYAK NABATI UNTUK MEMPERTAHANKAN KEEFEKTIFAN CENDAWAN ENTOMOPATOGEN Lecanicillium lecanii Zimm. Viegas Zare Gams DALAM MENGENDALIKAN TELUR Riptortus linearis F. Hemiptera: Alydidae [Addition of vegetable oils to increase the effectiveness of Lecanicillium lecanii Zimm. Viegas Zare Gams in controlling Riptortus linearis F. Hemiptera: Alydidae eggs] Abstrak Penelitian ini bertujuan untuk mempelajari pengaruh penambahan minyak nabati terhadap keefektifan Lecanicillium lecanii untuk mengendalikan telur Riptortus linearis. Penelitian menggunakan rancangan acak lengkap disusun secara faktorial. Faktor pertama adalah jenis minyak nabati, yaitu; 1 kacang tanah, 2 kedelai, dan 3 kelapa. Faktor kedua adalah konsentrasi minyak, yaitu; 1 2 mll, 2 5 mll, 3 10 mll, dan kontrol hanya L. lecanii. Penelitian dilakukan di Balai Penelitian Tanaman Kacang-kacangan dan Umbi-umbian Malang, dari bulan Maret sampai dengan Agustus 2008. Hasil penelitian menunjukkan bahwa minyak nabati sebagai bahan pembawa berpengaruh nyata terhadap pertumbuhan dan perkembangan L. lecanii pada uji in vitro. Minyak nabati dengan konsentrasi 10 mll mampu mempertahankan persistensi konidia L. lecanii di pertanaman kedelai hingga tujuh hari setelah aplikasi. Minyak kacang tanah mampu meningkatkan keefektifan L. lecanii sehingga telur R. linearis yang menetas hanya 20. Telur yang menetas tidak semuanya mampu berkembang menjadi serangga dewasa. Penambahan minyak nabati mampu mempertahankan keefektifan L. lecanii di lapangan mencapai 40 dibandingkan dengan kontrol. Di antara tiga jenis minyak yang diuji, minyak kacang tanah lebih baik dibandingkan dengan minyak kedelai maupun minyak kelapa. Kata kunci: minyak kacang tanah, minyak kedelai, minyak kelapa, konidia, polong hampa. 86 Abstract The aim of this research was to study the effect of the addition of vegetable oils to the effectiveness of Lecanicillium lecanii in controlling R. linearis egg. Randomized complete design with two factor was set. The first factor is three vegetable oils i.e; 1 peanut, 2 soybean, and 3 coconut. The second factor is oil concentration i.e; 1 2 mll, 2 5 mll, 3 10 mll, and 4 control only L. lecanii. The research was conducted from March to August 2008 in the screen house of The Research Institute of Legume and Tuber Crops, Malang. The result showed that the addition of vegetable oils as adjuvant signifficantly increased the growth and development of fungi. Both colony diameter and conidia of L. lecanii increased during experiment invitro. The fungal conidia on the soybean plantation persisted until seven days after application by adding 10 mll adjuvant. Only 20 of R. linearis eggs hatched after treatment by fungal preparation mixed with peanut oil. Not all of the eggs that hatched could develop to adult, therefore the number of insects causing damage on soybean pod was limited. In general, the addition of vegetable oil could increase the fungal effectiveness up to 40. Among three vegetable oils tested, peanut oil was the best adjuvant as compared with soybean and coconut oils. Key words: peanut oil, soybean oil, coconut oil, conidia, empty pod. Pendahuluan Cendawan entomopatogen Lecanicillium lecanii =Verticillium lecanii Zimm. Viegas Zare Gams Deuteromycotina: Hyphomycetes sudah diakui sebagai agens hayati yang cukup potensial untuk mengendalikan berbagai jenis hama maupun penyakit Benhamou Brodeur 2000; Benhamou Brodeur 2001; Olivares-Bernabeu Lopez-Llorca 2002; Benhamou 2004. Hasil penelitian Wang et al. 2007 menunjukkan bahwa aplikasi cendawan L. lecanii mampu menekan jumlah telur Bemisia tabaci Homoptera: Aleyrodidae yang tidak menetas hingga mencapai 100. Cendawan V. lecanii juga efektif untuk mengendalikan Myzus persicae Homoptera: Aphididae Williams et al. 2000. V. lecanii dapat digunakan juga sebagai agens hayati pada pengendalian penyakit embun tepung Sphaerotheca fuliginea pada buah mentimun Verhaar et al. 1997. Salah satu penghambat yang mempengaruhi keefektifan cendawan di lapangan adalah faktor abiotik, khususnya aktivitas sinar matahari Braga et al. 2002. Sinar matahari selain menghasilkan 87 panas juga mengandung sinar UV yang akan merusak konidia sehingga keefektifan cendawan menjadi rendah. Tingkat kerusakan konidia akibat pengaruh sinar UV sangat tergantung dari berapa lama waktu konidia terpapar pada sinar tersebut. Hasil penelitian Braga et al. 2002 menunjukkan bahwa cendawan V. lecanii yang terpapar pada sinar UV-B selama tiga jam masih mampu tumbuh namun pemaparan selama empat jam menyebabkan cendawan mati. Menurut Yuen et al. 2002 dan McCoy et al. 2004, dampak UV-A dan UV-B dari sinar matahari secara langsung akan menyebabkan kematian sel dan mutasi akibat dari kerusakan susunan kromosom pada DNA. Sedangkan menurut Moore et al. 1993 UV-C menyebabkan terjadinya penundaan dan penurunan perkecambahan konidia. Penurunan daya kecambah konidia cendawan diakibatkan oleh meningkatnya respirasi dan aktivitas metabolik di dalam konidia sehingga dapat menurunkan cadangan makanan di dalam konidia. Hasil penelitian Hallsworth dan Magan 1996 menunjukkan bahwa tingkat perkecambahan konidia ditentukan oleh kandungan poliol dan trehalosa. Sementara itu, kedua senyawa ini sangat berperan dalam pengaturan tekanan osmotik di dalam konidia dan tekanan osmotik ditentukan oleh suhu lingkungan tumbuh konidia. Oleh karena itu disarankan dalam aplikasi di lapangan perlu dihindarkan dari pengaruh sinar matahari secara langsung, yaitu dengan mengatur waktu aplikasi maupun menggunakan bahan pelindung Williams et al. 2000; Samodra Ibrahim 2006; Verhaar et al. 2004. Menurut Leland 2001, ada beberapa strategi untuk melindungi biopestisida yang mengandung mikroorganisme dari pengaruh degradasi sinar UV, yaitu; 1 penggunaan bahan pelindung UV protectant yang dapat terlarut dalam minyak, 2 penggunaan emulsi antara minyak dan air, 3 penggunaan suspensi penyerap, dan 4 metode enkapsulasi. Ganga-Visalakshy et al. 2005 melaporkan bahwa minyak nabati mampu meningkatkan pertumbuhan dan perkembangan V. lecanii sehingga keefektifan cendawan menjadi meningkat. Hasil penelitian Silva et al. 2006 menunjukkan bahwa minyak nabati yang berasal dari biji sayuran mampu meningkatkan perkecambahan konidia cendawan Paecilomyces fumosoroseus, 88 Metarhizium anisopliae, dan Beauveria bassiana Deuteromycotina: Hyphomycetes hampir mencapai 100 dalam waktu yang relatif lebih singkat. Hasil Penelitian Prayogo 2004 menunjukkan bahwa beberapa jenis cendawan yang disebut di atas dapat digunakan sebagai agens hayati untuk mengendalikan hama pengisap polong kedelai Riptortus linearis F. Hemiptera: Alydidae. Menurut Arifin dan Tengkano 2008, R. linearis merupakan salah satu kendala utama dalam peningkatan produksi kedelai. Kajian penambahan minyak nabati untuk mempertahankan keefektifan L. lecanii sebagai satu teknologi pengendalian R. linearis di Indonesia belum pernah dilaporkan. Penelitian ini bertujuan untuk mempelajari pengaruh penambahan minyak nabati dalam mempertahankan keefektifan L. lecanii untuk mengendalikan telur Riptortus linearis. Bahan dan Metode Penelitian dilakukan di rumah kasa Balai Penelitian Tanaman Kacang- kacangan dan Umbi-umbian BALITKABI Malang yang dimulai dari bulan Maret sampai dengan Agustus 2008. Rancangan percobaan yang digunakan adalah acak lengkap RAL dan disusun secara faktorial. Faktor pertama adalah jenis minyak nabati, yaitu; 1 kacang tanah, 2 kedelai, dan 3 kelapa. Sedangkan faktor kedua adalah konsentrasi minyak nabati, yaitu; 1 2 mll, 2 5 mll, 3 10 mll, dan 4 tanpa minyak hanya L. lecanii. Setiap perlakuan diulang empat kali. Uji In Vitro Pertumbuhan dan Perkembangan L. lecanii pada Media Minyak Nabati Masing-masing jenis minyak nabati sesuai konsentrasi 0, 2, 5, dan 10 mll ditambahkan pada media WA water agar kemudian disterilisasi di dalam autoclave selama 15 menit pada suhu 121 o C. Media WA kemudian dituang ke dalam cawan Petri 10 ml per cawan. L. lecanii yang digunakan pada penelitian ini adalah isolat Ll- JTM11, sebelumnya isolat tersebut ditumbuhkan pada media PDA. Pada umur 14 89 hari setelah inokulasi HSI, biakan L. lecanii dilubangi dengan bor yang berdiameter 1 cm kemudian diinokulasikan pada media yang mengandung minyak nabati sebagai perlakuan. Pada perlakuan kontrol, L. lecanii hanya ditumbuhkan pada media WA. Variabel yang diamati adalah; 1 diameter koloni yang diukur setiap 24 jam setelah inokulasi sampai dengan umur 21 HSI dengan cara mengukur jari-jari koloni, 2 jumlah konidia yang diproduksi setiap 1 g biakan cendawan yang dicampur dengan air 100 ml kemudian dikocok menggunakan vortex selama 60 detik selanjutnya dihitung menggunakan haemocytometer, dan 3 daya kecambah konidia yang sudah diinkubasi di dalam air selama 12 jam. Pengamatan pada semua variabel dilakukan dengan mikroskup optik merk Zeiss tipe 47.30159901 German. Uji Persistensi

L. lecanii di Pertanaman Kedelai