Saran Detoksifikasi Hidrolisat Asam dari Ubi Kayu dengan Metode Arang Aktif untuk Produksi Bioetanol

DAFTAR PUSTAKA Alves LA, Felipe MGA, Silva JB, Silva SS, Prata AMR. 1998. Pretreatment of Sugar Cane Bagasse Hemicellulose Hydrolyzate for Xylitol Production by Candida guilliermondii . J.Appl.Biochem. Biotechnol. 70 –72, 89–98. Amerine, MA, Berg HW, Kunkee RE, Ough CS, Singleton VI, Webb AD. 1987. Technology of Wine Making. The AVI Publishing Co., Inc. Westport, Connecticut. Ameur LA, Trystram G, Aragon IB. 2005. Accumulation of 5-hydroxymethyl-2- furfural in Cookies During The Backing Process: Validation of an Extraction Method. J. Food Chem 98 : 790 –796 Anonim. 2010 a . Selulosa. http:www.wikipedia.com. [30 Maret 2010]. Anonim.2010 b . Hemiselulosa.http:www.johnthevet.com. [30 Maret 2010]. Anonim. 2010 c . Ukuran Pori Arang Aktif. http:www.activated-carbon.com. [9 November 2010]. Annonim. 2010 d . Pengaruh ukuran pori terhadap bahan yang dijerap. http:www.afssociety.orgeducation [30 Maret 2010] AOAC. 1995. Official Method of Analiysis of Association Official Agriculture Chemist. Washington : AAOC International Apriyantono A, Fardiaz D, Puspitasari NL, Sedarnawati, Budiyanto S. 1989. Analisis Pangan. Departemen Pendidikan dan Kebudayaan. Direktorat Jendral Pendidikan Tinggi. Pusat Antar Universitas Pangan dan Gizi, Institut Pertanian Bogor. Arnata I. 2009. Teknologi Bioproses Pembuatan Bioetanol dari Ubi Kayu Mannihot Utilisima Menggunakan Kultur Campuran Trichoderma viride, Aspergillus niger dan Saccharomyces cerevisiae. [Tesis]. Bogor : Sekolah Pascasarjana. Institut Pertanian Bogor. Azah D, Rudiyanto JS.1984. Pembuatan Arang Aktif danri Tempurung Inti Sawit. Balai Penelitian dan Pengembangan Industri. Medan. Balagopalan C, Padmaja G, Nanda SK, Moorty SN. 1988. Cassava in Food, Feed and Industry. Florida. CRC Press, Inc. Boca Raton. Baukens A, Keirsse H, Schoeters J, Verbeeck A. 1997. Activated Carbon. Di dalam D.M. Ruthen penyunting. Encyclopedia of Separation Technology. Volume 1 A Kirk –Othmer Encyclopedia. John Wiley Sons, New York. Chandel AK, Kapoor RK, Singh A, Kuhad RC. 2006. Detoxification of Sugarcane Bagasse Hydrolysate Improves Ethanol Production by Candida shehatae NCIM 3501. J Bioresour Technol 98 : 1947 –1950 Chaplin MF, Bucke C. 1990. Enzyme Technology. New York. Cambridge University Press. Cookson JTJ. 1978. Adsorption Mechanism. The Chemistry of Organic Adsorption on Activated Carbon. Di dalam P. N. Cheremisionoff dan F. Ellerbusch eds. 1978. Carbon Adsorption Handbook .241. Michigan. Ann Arbor Science Publisher Inc. Converti A , Domınguez JM, Perego P, Silva SS, Zilli M, 1999. Wood Hydrolysis and Hydrolyzate Detoxification for Subsequent Xylitol Production. J Chem Eng Technol 23, 1013 –1020. David BH, Christian A, Kris A, Berglund, Ulrika R. 2008. Detoxification Requirements for Bioconversion of Softwood dilute acid Hydrolyzates to succinic acid. J Enzyme and Microbiol Technol 44 : 309 –316 Departemen Pertanian Republik Indonesia. 2009. Basis Data Statistik Pertanian. http:database.deptan.go.idbdspindex.asp [19 November 2009]. Ekanayake IJ, Osiru DSO, Porto MCM. 1997. Morphology of cassava. http:www.iita.orgcmsdetailstrn_matir961.html. [19 November 2009]. Fennema OR. 1985. Food Chemistry Second Edition, Revised and Expanded Marcel Dekker, Inc. New York. Madison Avenue. Fourest JW dan Volesky G. 1996. Activated Charcoal, Antidotal, and Other Medical Uses. New York: Marcel Dekker, Ann Arbor, Michigan. Frazier WC, Westhoff DC. 1978. Food Microbiology. New York. Tata Mc.Graw- Hill Publ Co.Ltd. Gaur K. 2006. Process optimization for The Production of Ethanol via Fermentation. Dissertation Departement of Biotechnology and Environment Sciences Thapar Institute of Engineering and Technology Deemed University. Patiala-147004. Patiala Punjab India. Gong, CS, Li FC, Michael CF, George TS. 1981. Convertion of Hemicellulose Carbohydrate. Di dalam A. Fietcher ed. Advance in Biochemical Engineering Vol 20. New York. Springer-Verlag, Berlin Heidelberg. Gonzales GJ, Lopez-Satun G, Caminal, Sola C. 1986. Diluted Acid Hydolysis of Wheat Straw Hemicellulose at Moderate Temperature : A Simplified Kinetic model. Biotech. Bioeng 28 : 288-293. Hartoyo, Pari G. 1993. Peningkatan Rendemen dan Daya Serap Arang Aktif dengan cara Kimia Dosis Rendah dan Gasifikasi. Bul Penelitian Hasil Hutan Vol. 11 No. 5 : 205-208. Hassler JW. 1974. Purification with Activated Carbon Industrial, Commercial and Environmental. New York. Chemical Publishing, Co.Inc. Hollaender M. 1981. Sequential Induction of Maltose Permease and Maltase System in Saccaromyces cerevisiae. J Biochem 99 : 89-95. Hidayat N, Padaga MC, Suhartini S. 2006. Mikrobiologi Industri. Yogyakarta. Penerbit ANDI. Hisashi M, Danner H, Neureiter M, Thomasser C, Bvochora J, Szolar O, Braun R. 2002. Detoxification of wood hydrolysates with wood charcoal for increasing the fermentability of hydrolysates. J Enzym and Microbial Technol 32 : 396 –400. Hussein AE, Collamtes MF, Reyes LA. 2004. Preparation of Activated Carbon from Coconut Cor Dust. Coconut Research and Development, Vol 3. Manila. United Coconut Asociation of Philippines Inc. Indeswari NS. 1986. Penentuan Dosis Kapur dan Belerang pada Proses Pemurnian Nira Tebu di Pabrik Gula Mini Lawang. Laporan Penelitian. Universitas Andalas. Jenkins GH. 1966. Introduction to Cane Sugar Technology. Amsterdam-Oxford- New York. Elsevier Scientific Publishing Company. Jonsson LJ, Palmqvist E, Nilvebrant NO, Hahn-Hagerdal, B.,1998. Detoxification of wood hydrolysates with laccase and peroxidase from the white-rot fungus Trametes versicolor. Appl. Microbiol. Biotechnol. 49:691 –697. Judoamidjojo M, S a’id EG, Hartoto L. 1989. Biokonversi. Direktorat Jendral Pendidikan Tinggi. Bogor. Pusat antar Universitas Bioteknologi Institut Pertanian Bogor. Kadirvelu k, Thamaraiselvi K dan Namasivayam C. 2003. Active Carbon from Coconut Coipith as Metal Adsorben : Adsorption of Cd ii from Aqueous Solution. Adv Environ Reg 7:471-478. Ketaren S. 1986. Pengantar Minyak dan Lemak Pangan. UI Press. Jakarta. Kirk RE, Othmer DF. 1964. Encyclopedia of Chemical Technology. New York. The Intersciense Inc. Mangunwidjaja D dan Suryani A. 1994. Teknologi Bioproses. Jakarta : Penebar Swadaya. Martinez A, Rodriguez ME, York SW, Preston JW, Ingram LO. 2000. Effects of CaOH 2 Treatments Overliming on The Composition and Toxicity of Bagasse Hemicellulose Hydrolysates. J Biotechnol Bioeng 69 : 526 –36. Microsoft Corporatio. 2000. Adsorption. http:encarta.msn.consice.aspti.01AFA. [20 April 2011] Miller GL. 1959. Use of Dinitrosalicylic Acid Reagen for Determination if Reducing Sugar. J Anal Chem 31 3. Muchtadi TR, Sugiyono. 1992. Petunjuk Laboratorium Ilmu Pengetahuan Bahan dan Pangan. Bogor : Pusat Antar Universitas Pangan dan Gizi IPB. Mussatto SI, Roberto IC. 2003. Hydrolysate Detoxification with Activated Charcoal for Xylitol Production by Candida guilliermondii. J Biotechnol Lett 23 : 1681 –1684. Mohamed AA, Duarteb RP. 2003. The Effect Of Mixing and Wheat ProteinGluten on The Gelatinization of Wheat Strach. J Food Chem 81 : 533-545. Nigam JN. 2001. Ethanol Production from Wheat Straw Hemicellulose Hydrolysate by Pichia stipitis. J Biotechnol 87, 17 –27. Oscmonics Inc 2000. Activated Carbon. http:asmonics.comproduct.pages28htm. [20 April 2011]. Palmqvist E, Hagerdal BH. 2000. Fermentation of Lignocellulosic Hydrolysates. I : Inhibition and Detoxification. J Bioresour Technol 74 : 17 – 24. Palmqvist, E, Hagerdal BH. 2000a. Fermentation of Lignocellulosic Hydrolysates. II : Inhibitors and Mechanisms of Inhibition. J Bioresour Technol 74 : 25 – 33. Parajo JC, Dom ınguez H, Domınguez JM, 1995. Study of charcoal adsorption for improving the production of xylitol from wood hydrolysates. Bioprocess Eng 16 : 39 –43. Patarau JM. 1981. By-Product of The Cane Sugar Industrial : An Introduction to their Industrial Utilization. Amsterdam. Elsevier Scientific Publishing Co. Pendey A, Soccol JM, Nigam P, Soccol VT, Vandenberghe LPS, Mohan R. 2000. Biotechnological potential of agro-industrial recidues II : cassava bagasse. J Bioresource Technol 74 : 81-87. Presscot SC, Dunn CG. 1981. Industrial Microbiology. New York. Mc.Graw-Hill Book Co.Ltd. Prihandana R, Hendroko R. 2007. Energi Hijau. Jakarta: Penebar Swadaya. Prihandana R, Noerwijan K, Gamawati P, Adinurani, Setyaningsih D, S. Setiadi D, Hendroko R. 2007. Bioetanol Ubi Kayu Bahan Bakar Masa Depan. Jakarta: AgroMedia Pustaka. Purwadi R. 2006. Continue Ethanol Production from Diluted-Acid Hidrolizates ; Detoxification and Fermentation Strategy. [Thesis of Doctoral]. Goteborg : Chemical and Biological Engineering. Chalmers University of Technology. Ranatunga T, Jervis J, Helm R, McMillan J, Wooley R. 2000. The effect of Overliming on The Toxicity of Dilute Acid Pretreated Lignocellulosics: The Role of Inorganics, Uronic Acids and Ethersoluble Organics. J Enzyme Microb Technol 27 : 240-247. Rehm G, Reed G. 1981. Biotechnology, Vol.1 : Microbial Fundamental Verlag Chemie Gmbh, Weinheim. Ribeiro MHL, Lourenco PAS, Monteiro JP. 2001. Kinetics of Selective Adsorption of Impurities from a Crude Vegetable Oil in Hexane to activated Earths and Carbons. Eur Food Res Tehcnol 213 : 132-138. Roberto IC, Lacis LC, Barbosa MFS, Mancilha IM, 1991. Utilization of sugarcane bagasse hemicellulosic hydrolysate by Pichia stipitis, for the production of ethanol. Process Biochem 26 : 15 –21. Roy GM. 1985 Actived Carbon Application in the Food and Pharmaceutical Industries. Lancaster. Tachnomis. Rusdianto AS. 2010. Desain Proses Produksi Bioetanol dengan Daur Ulang Vinasse sebgai Umpan Balik Proses Fermentasi. Tesis. Sekolah Pascasarjana. Intitut Pertanian Bogor. Sa’id EG. 1987. Bioindustri : Penerapan Teknologi Fermentasi. Jakarta. PT. Gramedia Pusaka Utama. Sastrohamidjojo H, Prawirohatmodjo S. 1995. KAYU : Kimia , Ultrastruktur, Reaksi-reaksi. Yogyakarta. Gajah Mada University Press. Sembiring MT, Sinaga TS. 2003. Arang Aktif Pengenalan dan Proses Pembuatannya. Sumatra Utara : Fakultas Teknik, Universitas Sumatra Utara. Setyaningsih H. 1995. Pengolahan Limbah Batik dengan Proses Kimia dan Adsorpsi Karbon Aktif. [Tesis]. Jakarta : Program Pascasarjana.Universitas Indonesia. Silva CJSM, Roberto IC. 1998. Improvement of Xylitol Production by Candida guilliermondii FTI 20037 Previously Adapted to Rice Straw Hemicellulosic Hydrolysate. J Lett Appl Microbiol 32 : 248 –252. Silva CJSM, Roberto IC. 1998. Optimization of Xylitol Production by Candida guilliermondii FTI 20037 Using Response Surface Methodology. J Biochem 36 : 1119 –1124. Susmiati Y. 2010. Rekayasa Proses Hidrolisis Pati dan Serat Ubi Kayu untuk Produksi Bioetanol. [Tesis]. Bogor : Sekolah Pascasarjana. Intitut Pertanian Bogor. Taherzadeh MJ, Karimi K. 2007. Acid-Based Hydrolysis Processes for Etanol from Lignocellulosic Material : A Review. J BioResour 2 : 472-499. Taherzadeh MJ, Karimi K. 2007. Enzyme-Based Hydrolysis Processes for Etanol from Lignocellulosic Material : A Review. J BioResour 2 : 707-738. Taherzadeh MJ, Niklasson C, Liden G. 2000. On-line Control of Fed-Batch Fermentation of Dilute-Acid Hydrolyzates. J Biotechnol Bioeng. 69 : 330 – 338. Tjokroadikoesoemo S. 1986. HFS dan Industri Ubi Kayu Lainnya. Jakarta. PT. Gramedia, Van Soest. 1963. Use Detergent in Analysis of Fibrous Feeds III. New York : the Handbook of Dietary Fiber. Van Zyl C, Prior BA, du Preez JU. 1998. Production of Ethanol from Sugar Cane Bagasse Hemicellulose Hydrolysate by Pichia stipitis. J Appl Biochem Biotechnol 17 : 357 –369. Villarreal MLM, Prata AMR, Felipe MGA, Almeida JB, Silva E. 2006. Detoxification Procedures of Eucalyptus Hemicellulose Hydrolysate for Xylitol Production by Candida guilliermondii. J Enzyme and Microbial Technol 40 : 17 –24. Walstra P. 2003. Physical Chemistry of Foods. Marcel Dekker, Inc. New York. Weng YH, Wei HJ, Tsai TY, Lin TH, Wei TY, Guo GL, Huang CP. 2009. Separation of Furans and Carboxylic Acids from Sugars in Dilute Acid Rice Straw Hydrolyzates by Nanofiltration. J Bioresour Technol 101 : 4889 – 4894 Winarno FG. 1992. Kimia Pangan dan Gizi. Jakarta. PT. Gramedia. Lampiran 1. Prosedur Analisis a. Kadar Air AOAC 1995 Sampel sebanyak 2 g dimasukan ke dalam cawan almunium yang telah diketahui bobotnya. Kemudian dikeringkan di dalam oven bersuhu 100-105 o C sampai bobot konstan. Setelah itu didinginkan di dalam desikator dan ditimbang. = − 100 b. Kadar Abu AOAC 1995 Sampel sebanyak 3-5 g dimasukan ke dalam cawan porselin yang telah diketahui bobotnya, kemudian diabukan ke dalam furnace pada suhu 600 o C selama kurang lebih 4 jam atau sampai diperoleh abu berwarna putih. Setelah itu cawan didinginkan dalam desikator sampai suhu ruang dan di timbang. = 100 c. Kadar Serat Kasar AOAC 1995 Sampel sebanyak 5 g dimasukan kedalam Erlenmeyer 500 ml kemudian ditambahkan 100 ml H 2 SO 4 0,325 N dan dididihkan selama kurang lebih 30 menit. Ditambahkan lagi 50 ml NaOH 1,25 N dan dididihkan selama 30 menit. Dalam keadaan panas disaring kertas Whatman No. 40 setelah diketahui bobot keringnya. Kertas saring yang di gunakan dicuci berturut-turut dengan air panas, 25 ml H 2 SO 4 dan etanol 95. Kemudian dikeringkan di dalam oven bersuhu 100- 110 o C sampai bobotnya konstan. Kertas saring didinginkan dalam desikator dan ditimbang. = 100 d. Kadar Pati AOAC 1995 Analisa kadar pati berdasarkan metode Luff Schrool. Larutan Luff Schrool dengan cara CuSO 4 .5H 2 O sebanyak 25 g dilarutkan dalam 50 ml asam sitrat dilarutkan dalam 50 ml air suling dan 388 g Na 2 CO 3 .10H 2 O dilarutkan dalam 400 ml air suling. Larutan asam sitrat ditambahkan sedikit demi sedikit kepada larutan soda, lalu campuran ditambahi larutan terusi dan diencerkan hingga 100 ml pada labu ukur, kemudian ke dalam erlenmeyer 500 ml di masukan 2 g sampel kering, kemudian ditambahkan 200 ml HCl 3 dan batu didih. Erlenmeyer dipasang pada pendingin tegak dan dihidrolisa selama 3 jam. Larutan kemudian didinginkan dan dinetralkan dengan NaOH dengan indikator fenolfetalin. Larutan dimasukan ke dalam labu ukur 500 ml, ditempatkan hingga tanda tera dengan air suling, kemudian disaring. Larutan sebanyak 10 ml dipipet ke dalam erlenmeyer 250 ml dan ditambahkan larutan Luff Schrool 25 ml serta 15 ml air suling. Blanko di buat tanpa larutan contoh yang di analisa. Kemudian ditambahkan larutan KI 30 dan 25 ml H 2 SO 4 25. Setelah reaksi habis segera dititrasi dengan larutan Na 2 S 2 O 3 sampai larutan berwarna muda. = 0,90 100 Dimana : 0,90 = faktor pembanding berat molekul satu unit gula dalam molekul pati G = glukosa setara dengan ml Na 2 S 2 O 3 yang dipergunakan untuk titrasi mg setelah gula diperhitungkan P = pengenceran g = bobot sampel mg e. Kadar Protein AOAC 1995 Sebanyak 0,1-0,5 g sampel dimasukkan ke dalam labu Kjeldahl 30 ml dan ditambahkan 1,9 g K 2 SO 4 40 mg HgO, 2 ml H 2 SO 4 dan beberapa butir batu didih. Kemudian, didihkan selama 60-90 menit sampai cairan jernih. Setelah itu didinginkan, ditambahkan sedikit H 2 O lewat dinding, dan didestilasi sampai diperoleh 15 ml destilat berwarna hijau. Destilasi dilakukan dengan erlenmeyer 125 ml berisi 5 ml H 3 BO 3 , 2 tetes indikator campuran 2 bagian metal merah 0,2 dalam alkohol dan 1 bagian metilen blue 0,2 dalam alkohol, dan ditambahkan 8 – 10 ml NaOH-Na 2 S 2 O 3 . Hasil destilasi diencerkan sampai 50 ml dan dititrasi dengan HCl 0,02N = − 14,007 100 Kadar Protein = N x faktor konversi 6,25 f. Kadar Lemak Metode Ekstraksi Soxhlet AOAC 1995 Sebanyak 5 g sampel yang ditepungkan dibungkus dengan kertas saring, dimasukan ke dalam soxhlet, lalu ditambahkan heksan secukupnya dan direfluks selama 5-6 jam. Kemudian, labu lemak yang berisi lemak hasil ekstraksi dan pelarut dipanaskan pada oven dengan suhu 105 o C setelah itu didinginkan dalam desikatot dan ditimbang = 100 g. Analisa Kadar Neutral Detergen Fiber NDF Van Soest 1963 Sampel ditimbang sebanyak A g dan kemudian dimasukan ke dalam gelas piala 500 ml. Larutan detergen netral NDS yang mengandung aquades 1 l ;natrium sulfat 30 g; EDTA 18,81g; natrium borat 10 H 2 O 6,81 g; Di Na-HPO 4 anhidrat 4,5 g; 2-etoksi etanol murni 10 ml dimasukan ke dalam gelas piala. Filter glass G-3 ditimbang beratnya B g. larutan campuran kemudian dipanaskan selama satu jam di atas penangas listrik. Sampel becampur dengan larutan NDS kemudian disaring dengan filter glass dan dibantu dengan pompa vakum. Sisa hasil penyaringan kemudian dibilas sebanyak tiga kali dengan air panas dan aseton. Sisa hasil penyaringan kemudian dikeringkan di dalam oven pada suhu 105 o C. Hasil penyaringan yang telah kering kemudian ditimbang bobotnya C g setelah terlebih dahulu didinginkan di dalam desikator. = − 100 h. Analisa Kadar Acid Detergent Fiber ADF dan Hemiselulosa Van Soest 1963 Sampel ditimbang sebanyak A g dan kemudian dimasukan ke dalam gelas piala. Larutan detergen asam ADS sebanyak 5 ml yang mengandung H 2 SO 4 ; CTAB cethyle trymethyl ammonium bromide dimasukan ke dalam gelas piala. Larutan campuran kemudian dipanaskan selama satu jam di atas penangas listrik. Filter glass G-3 ditimbang beratnya B g. Sampel yang bercampur dengan larutan ADS kemudian disaring dengan filter glass dan dibantu dengan pompa vakum. Sisa hasil saringan kemudian dibilas sebanyak tiga kali dengan air panas dan aseton. Sisa hasil penyaringan kemudian dikeringkan di dalam oven 105 o C. Hasil penyaringan yang telah dikeringkan kemudian ditimbang bobotnya C g setelah didinginkan terlebih dahulu di dalam desikator selama satu jam. = − 100 i. Analisa Kadar Selulosa Van Soest 1963 Residu analisa acid detergent fiber ADF ditimbang bobotnya C g kemudian diletakan di atas nampan yang berisi air dengan ketinggian 1 cm. Larutan H 2 SO 4 ditambahkan ke dalam nampan hingga ke tinggian ¾ bagian filter glass. Biarkan sampel selama 3 jam sambil diaduk-aduk. Sampel dipisahkan dari larutan dengan disaring menggunakan pompa vakum. Pencucian dilakukan dengan larutan aseton dan air panas. Sisa hasil penyaringan kemudian dikeringkan di dalam oven pada suhu 105 o C. Hasil penyaringan yang telah dikeringkan kemudian ditimbang bobotnya D g setelah didinginkan terlebih dahulu di dalam desikator selama satu jam. = − 100 j. Penetapan Total Gula Metode Phenol H 2 SO 4 AOAC 1995 Sebelum melakukan pengujian sampel maka perlu diketahui kurva standar fenol yang digunakan. Pembuatan kurva standar fenol adalah sebagai berikut : 2 ml larutan glukosa standar yang mengandung 0, 10, 20, 30, 40, dan 60 µg glukosa masing-masing di masukan kedalam tabung reaksi, ditambahkan 1 ml larutan fenol 5 dan dikocok. Kemudian 5 ml asam sulfat pekat ditambahkan dengan cepat. Biarkan selama 10 menit, kocok lalu tempatkan dalam penanggas air selama 15 menit. Absorbansi diukur pada 490 nm. Pengujian sampel dengan pembuatan kurva standar fenol, hanya 2 ml larutan glukosa diganti dengan 2 ml sampel. k. Penetapan Gula Pereduksi Metode DNS Miller 1959 Prinsip metode ini adalah dalam suasana alkali gula pereduksi akan mereduksi 3,5-dinitrolisilat DNS membentuk senyawa yang dapat diukur absorbansinya pada panjang gelombang 550 nm.  Persiapan Pereaksi DNS Pereaksi DNS dibuat dengan melarutkan 10,6 g asam 3,5 dinitrolisilat dan 19,8 NaOH ke dalam 1416 ml air. Setelah itu ditambahkan 306 g Na-K Tatrat, 7,6 g fenol yang dicairkan pada suhu 50 o C dan 8,3 g Na-metabisulfit. Larutan ini diaduk rata, kemudian 3 ml larutan dititrasi dengan HCl 0,1 N dengan indikator fenolftalein. Banyak titran berkisar 5 - 6 ml. Jika kurang dari itu harus ditambahkan 2 g NaOH untuk setiap ml kekurangan HCl 0,1 N  Penentuan Kurva Standar Kurva standar dibuat dengan mengukur untuk mengetahui nilai gula pereduksi pada glukosa pada selang 0,2 – 0,5 mgl. Kemudian nilai gula pereduksi dicari dengan metoda DNS. Hasil yang didapatkan diplotkan dalam grafik secara linier.  Penetapan Gula Pereduksi Pengujian gula pereduksi menggunakan kurva standar DNS adalah sebagai berikut : 1 ml sampel dimasukkan kedalam tabung reaksi, kemudian ditambahkan 3 ml pereaksi DNS. Larutan tersebut ditempatkan dalam air mendidih selama 5 menit. Biarkan sampai dingin pada suhu ruang. Ukur absorbansi pada panjang gelombang 550 nm. l. Total Asam Apriyantono et al. 1989 Sampel sebanyak 10 g dimasukkan ke dalam labu takar 100 ml dan di tambahkan akuades dan ditempatkan sampai tanda tera, lalu dikocok dan disaring dengan kertas saring biasa. Hasil saringan diambil sebanyak 50 ml dan diteteskan indikator pp lalu dititrasi dengan NaOH. = 100 50 100 m. Pengukuran Furfural, dan 5-hidroksimetil furfural HMF Ameur et al. 2005 Pengukuran furfural, 5-hidroksimetil furfural HMF dan asam asetat dilakukan dengan menggunakan HPLC High Performance Liquid Chromatography. Ada pun spesifikasi yang digunakan sebagai berikut :  Pengukuran Furfural dan hidroksimetil furfural HMF dan Furfural : Kolom C18 5µm 3.9 mm x 300 mm Laju alir 1 mlmenit Panjang gelombang 284 nm Volume sampel 20 µl. Fase mobile Sodium Acetat dan Metanol 80:20 dan di tambahkan asam asetat hingga pH dicapai 3,6 n. Pengukuran pH Pengukuran pH dilakukan untuk mengetahui kondisi keasaman substrat selama proses fermentasi. Pengukuran dilakukan secara periodik sampai akhir proses ferentasi selama 96 jam. Pengukuran pH dilakukan dengan menggunakan pH meter. o. Efisiensi Penggunaan Substrat Efisiensi penggunaan substrat diperoleh dengan membagi selisih nilai total gula awal A dan total gula setelah ferementasi B dengan dibagi nilai total gula awal A. Efesiensi penggunaan substrat dihitung menggunakan rumus : = − 100 p. Kadar Etanol vv Hasil distilasi dilakukan uji kadar etanol menggunakan density meter dengan spesifikasi sebagai berikut : Jenis : Density Meter DMA 4500 Merk Anton Park Sampel : 2 ml Metode : vv 01ML-ITS-90 Suhu : 20 o C q. Efisiensi Fermentasi Efisiensi fermentasi diperoleh dengan membagi konsentrasi etanol sesungguhnya yang diperoleh A dengan konsentrasi etanol secara teoritis B. Efesiensi fermentasi dihitung menggunakan rumus : = 100 r. Rendemen Etanol ww Rendemen Etanol = 100 Lampiran 2. Kromatogram HMF dan Furfural di dalam hidrolisat asam yang diukur dengan alat HPLC a. Hidrolisat asam Parameter Standar ppm Area Standar Area Sampel Konsentasi gl HMF 530 6.811,80 39.965,00 3,78 Furfural 25 4.253,91 3.176,18 0,029 b. Hidrolisat setelah proses detoksifikasi overliming Parameter Standar ppm Area Standar Area Sampel Konsentasi gl HMF 530 6.811,81 32.955,10 2,48 Furfural 25 4.253,91 1.948,12 0,011 Lampiran 3. Data hasil analisa konsentrasi HMF gl di dalam hidrolisat setelah proses detoksifikasi arang aktif Konsentrasi Arag Aktif Lama waktu kontak 30 45 60 1 2,40 2,29 2,18 1,75 1,69 1,64 2,5 2,15 1,89 1,72 1,59 1,17 0,96 5 0,63 0,57 0,51 1,08 0,73 0,65 10 0,40 0,32 0,23 0,35 0,33 0,27 Analisis sidik ragam konsentrasi HMF Sumber Variasi dk JK KT F-Hitung F-Tabel 0,05 Rata-rata 1 31,51 31,54 Konsentrasi arang aktif 3 10,80 3,60 31,44 3,49 Lama waktu kontak 2 0,30 0,15 1,33 3,88 Interaksi 6 0,10 0,02 0,16 3,00 Error 12 1,37 0,11 Jumlah 24 44 F-hitung F- Tabel beda nyata pada α = 0,05 Analisis uji lanjut Newman-Keuls untuk perlakuan konsentrasi arang aktif terhadap HMF Konsentrasi Arang Aktif Rerata gl α = 0,05 10 0,3170 A 5 0,6939 A 2,5 1,5806 B 1 1,9943 B Lampiran 4. Data hasil analisa konsentrasi furfural gl di dalam hidrolisat setelah proses detoksifikasi arang aktif Konsentrasi Arag Aktif Lama waktu kontak 30 45 60 1 0,0074 0,0065 0,0059 0,0063 0,0054 0,0048 2,5 0,0047 0,0042 0,0035 0,0036 0,0030 0,0022 5 0,0009 0,0009 0,0008 0,0022 0,0014 0,0012 10 0,0005 0,0004 0,0003 0,0006 0,0006 0,0004 Analisis sidik ragam konsentrasi Fufural Sumber Variasi dk JK KT F-Hitung F-Tabel 0,05 Rata-rata 1 0,0001906 0,0001906 Konsentrasi arang aktif 3 0,0001136 0,0000379 89,71 3,49 Lama waktu kontak 2 0,0000032 0,0000016 3,79 3,88 Interaksi 6 0,0000013 0,0000002 0,50 3,00 Error 12 0,0000051 0,0000004 Jumlah 24 0,0003138 F-hitung F- Tabel beda nyata pada α = 0,05 Analisis uji lanjut Newman-Keuls untuk perlakuan konsentrasi arang aktif terhadap Fufural Konsentrasi Arang Aktif Rerata gl α = 0,05 10 0,0005 A 5 0,0011 A 2,5 0,0032 B 1 0,0054 B Lampiran 5. Data hasil analisa konsentrasi total gula gl di dalam hidrolisat setelah proses detoksifikasi arang aktif Konsentrasi Arag Aktif Lama waktu kontak 30 45 60 1 233,64 185,12 209,20 219,77 203,18 202,54 2,5 197,13 176,21 185,69 203,17 186,48 189,10 5 168,43 179,92 173,42 175,87 182,23 174,19 10 161,33 135,37 126,49 162,07 139,79 139,97 Analisis sidik ragam konsentrasitotal gula Sumber Variasi dk JK KT F-Hitung F-Tabel 0,05 Rata-rata 1 774.111,96 774.111,96 Konsentrasi arang aktif 3 13.381,36 4.460,45 109,2638 3,49 Lama waktu kontak 2 1.352,48 676,24 16,5652 3,88 Interaksi 6 1.134,42 189,07 4,6315 3,00 Error 12 489,87 40,82 Jumlah 24 790.470,09 F-hitung F- Tabel beda nyata pada α = 0,05 Analisis uji lanjut Newman-Keuls untuk perlakuan konsentrasi arang aktif terhadap total gula Konsentrasi Arang Aktif Rerata gl α = 0,05 10 144,17 A 5 175,68 B 2,5 189,63 C 1 208,91 D Analisis uji lanjut Newman-Keuls untuk perlakuan lama waktu kontak terhadap total gula Lama waktu menit Rerata gl α = 0,05 45 173,54 A 60 175,08 A 30 190,17 B Analisis uji lanjut Newman-Keuls untuk interaksi antara untuk perlakuan konsentrasi arang aktif dan perlakuan lama waktu kontak terhadap total gula Perlakuan Rerata gl α = 0,05 1060M 119,18 A 1045M 123,08 A 1030M 144,66 B 530M 154,00 C 560M 155,48 D 545M 161,98 E 2,545M 162,22 E 2,560M 167,64 F 145M 173,69 G 2,530M 179,05 H 160M 184,17 I 130M 202,80 J Lampiran 6. Data hasil analisa konsentrasi gula pereduksi gl di dalam hidrolisat setelah proses detoksifikasi arang aktif Konsentrasi Arag Aktif Lama waktu kontak 30 45 60 1 176,15 162,03 172,71 186,93 179,18 182,35 2,5 155,37 147,13 145,55 159,79 150,86 148,16 5 146,11 127,65 136,16 144,90 141,82 136,43 10 88,46 110,02 103,60 121,41 117,76 117,75 Analisis sidik ragam konsentrasi gula pereduksi Sumber Variasi dk JK KT F-Hitung F-Tabel 0,05 Rata-rata 1 421.051,93 421.051,93 Konsentrasi AA 3 8.197,65 2.732,55 35,19 3,49 Lama waktu kontak 2 93,94 46,97 0,60 3,88 Interaksi 6 306,51 51,08 0,66 3,00 Error 12 931,71 77,64 Jumlah 24 30.581,73 F-hitung F- Tabel beda nyata pada α = 0,05 Analisis uji lanjut Newman-Keuls untuk perlakuan konsentrasi arang aktif terhadap gula pereduksi Konsentrasi Arang aktif Rerata gl α = 0,05 10 109,83 A 5 138,85 B 2,5 151,14 B 1 176,56 C Lampiran 7. Data hasil analisa konsentrasi total asam ml NaOH 0,1 N g bahan di dalam hidrolisat setelah proses detoksifikasi arang aktif Konsentrasi Arang aktif Lama waktu kontak 30 45 60 1 1,831 1,533 1,374 1,825 1,834 1,830 2,5 1,373 1,374 1,371 2,063 2,061 2,293 5 1,375 1,149 1,123 1,594 1,600 1,373 10 1,139 1,132 0,914 1,372 1,139 0,917 Analisis sidik ragam konsentrasi total asam Sumber Variasi dk JK KT F-Hitung F-Tabel 0,05 Rata-rata 1 52,78 52,78 Konsentrasi arang aktif 3 1,69 0,56 5,48 3,49 Lama waktu kontak 2 0,12 0,06 0,58 3,88 Interaksi 6 0,13 0,02 0,20 3,00 Error 12 1,23 0,10 Jumlah 24 55,95 F-hitung F- Tabel beda nyata pada α = 0,05 Analisis uji lanjut Newman-Keuls untuk perlakuan konsentrasi arang aktif terhadap total asam Konsentrasi Arang aktif Rerata ml NaOH g bahan α = 0,05 10 1,102 A 5 1,369 B 1 1,705 B 2,5 1,756 B Lampiran 8. Data hasil analisa laju adsorpsi arang aktif terhadap konsentrasi HMF dan Furfural dengan konsentrasi arang aktif 5 Penurunan konsentrasi HMF di dalam hidrolisat Lama Waktu Kontak menit Laju Adsorpsi gm Rerata Laju penjerapan gmenit Fase 1 1 0,880 0,076 3 0,060 5 0,026 10 0,027 15 0,012 20 0,004 25 0,005 30 0,014 Fase 2 35 0,001 0,012 40 0,000 45 0,005 50 0,001 55 0,001 60 0,000 Penurunan konsentrasi furfural di dalam hidrolisat Lama Waktu Kontak menit Laju Adsorpsi gm Rerata Laju penjerapan gmenit Fase 1 1 0,0072890 0,000413 3 0,0003264 5 0,0001724 10 0,0001978 15 0,0000265 20 0,0000116 25 0,0000063 30 0,0000169 Fase 2 35 0,0000024 0,000017 40 0,0000012 45 0,0000018 50 0,0000013 55 0,0000018 60 0,0000023 Lampiran 9. Data hasil analisa laju adsorpsi arang aktif terhadap HMF dan furfural dengan persamaan Langmuir dengan konsentrasi arang aktif 5 HMF Lama Waktu Kontak menit Rata-rata gl c q 1c 1q 3,324 1 2,445 0,13 0,018 0,409 56,84 3 2,266 0,13 0,021 0,441 47,24 5 2,138 0,32 0,023 0,468 42,14 10 1,867 0,19 0,029 0,536 34,29 15 1,683 0,07 0,033 0,594 30,46 20 1,593 0,08 0,035 0,628 28,88 25 1,469 0,37 0,037 0,681 26,95 30 1,058 0,03 0,045 0,945 22,06 35 1,028 0,02 0,046 0,972 21,78 40 1,009 0,20 0,046 0,991 21,59 45 0,805 0,02 0,050 1,243 19,84 50 0,778 0,05 0,051 1,285 19,63 55 0,705 0,02 0,052 1,419 19,09 60 0,687 0,64 0,053 1,456 18,96 Gambar 15. Grafik regresi linier konsentrasi HMF di dalam larutan gula 1c dan arang aktif 1q dengan persamaan Langmuir. y = -26,53x + 52,14 R² = 0,698 10 20 30 40 50 60 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4 1,6 1q 1c Furfural Lama Waktu Kontak menit Rata-rata gl c q 1c 1q 0,0140 1 0,0067 0,00091 0,0001 148,41 6859,67 3 0,0058 0,00080 0,0002 173,64 6047,33 5 0,0049 0,00183 0,0002 204,21 5476,33 10 0,0029 0,00037 0,0002 342,63 4501,02 15 0,0025 0,00022 0,0002 396,63 4345,56 20 0,0023 0,00015 0,0002 436,92 4259,50 25 0,0021 0,00047 0,0002 469,44 4202,74 30 0,0016 0,00008 0,0002 615,87 4031,13 35 0,0015 0,00004 0,0002 649,60 4003,91 40 0,0015 0,00008 0,0003 670,10 3988,86 45 0,0014 0,00006 0,0003 709,41 3962,72 50 0,0013 0,00009 0,0003 743,84 3942,34 55 0,0012 0,00013 0,0003 801,78 3912,37 60 0,0011 0,00013 0,0003 900,52 3870,95 Gambar 16. Grafik regresi linier konsentrasi furfural di dalam larutan gula 1c dan arang aktif 1q dengan persamaan Langmuir. y = -3,215x + 6197 R² = 0,716 1000 2000 3000 4000 5000 6000 7000 8000 200 400 600 800 1000 1q 1c Lampiran 10. Data hasil analisa laju adsorpsi arang aktif terhadap HMF dan furfural dengan persamaan Freundlich dengan konsentrasi arang aktif 5 HMF Lama Waktu Kontak menit Rata-rata gl c q log c log q 3,324 1 2,445 2,445 0,018 0,388 -1,755 3 2,266 2,266 0,021 0,355 -1,674 5 2,138 2,138 0,024 0,329 -1,625 10 1,867 1,867 0,029 0,271 -1,535 15 1,683 1,683 0,033 0,226 -1,484 20 1,593 1,593 0,035 0,202 -1,461 25 1,469 1,469 0,037 0,167 -1,431 30 1,058 1,058 0,045 0,024 -1,344 35 1,028 1,028 0,046 0,012 -1,338 40 1,009 1,009 0,046 0,003 -1,334 45 0,805 0,805 0,050 -0,094 -1,298 50 0,778 0,778 0,051 -0,109 -1,293 55 0,705 0,705 0,052 -0,151 -1,281 60 0,687 0,687 0,053 -0,163 -1,278 Gambar 17. Grafik regresi linier konsentrasi HMF di dalam larutan gula log c dan arang aktif log q dengan persamaan Freundlich. y = -0,771x - 1,357 R² = 0,914 -2 -1,8 -1,6 -1,4 -1,2 -1 -0,8 -0,6 -0,4 -0,2 -0,2 -0,1 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 lo g q log c Furfural Lama Waktu Kontak menit Rata-rata gl c q log c log q 0,0140 1 0,0067 0,0067 0,00015 -2,171 -3,836 3 0,0058 0,0058 0,00017 -2,240 -3,782 5 0,0049 0,0049 0,00018 -2,310 -3,738 10 0,0029 0,0029 0,00022 -2,535 -3,653 15 0,0025 0,0025 0,00023 -2,598 -3,638 20 0,0023 0,0023 0,00023 -2,640 -3,629 25 0,0021 0,0021 0,00024 -2,672 -3,624 30 0,0016 0,0016 0,00025 -2,789 -3,605 35 0,0015 0,0015 0,00025 -2,813 -3,602 40 0,0015 0,0015 0,00025 -2,826 -3,601 45 0,0014 0,0014 0,00025 -2,851 -3,598 50 0,0013 0,0013 0,00025 -2,871 -3,596 55 0,0012 0,0012 0,00026 -2,904 -3,592 60 0,0011 0,0011 0,00026 -2,954 -3,588 Gambar 18. Grafik regresi linier konsentrasi furfural di dalam larutan gula log c dan arang aktif log q dengan persamaan Freundlich. y = -0,295x - 4,433 R² = 0,923 -0.005 -0.005 -0.004 -0.004 -0.003 -0.003 -0.002 -0.002 -0.001 -0.001 0.000 -0.004 -0.003 -0.003 -0.002 -0.002 -0.001 -0.001 0.000 0.001 lo g q log c Lampiran 11. Data hasil analisa konsentrasi etanol hasil fermentasi Perlakuan Vol Substrat l Vol destilat ml Etanol Destilat vv Vol Etanol ml BM Berat etanol gr Kadar etanol grl Kadar etanol bv Rata-rata Minggu ke-0 Ulangan 1 0,15 132 7,2 9,50 0,79 7,51 50,05 5,01 5,00 Ulangan 2 0,15 134 7,08 9,49 0,79 7,49 49,97 5,00 Minggu ke-1 Ulangan 1 0,15 87 10,78 9,38 0,79 7,41 49,39 4,94 4,96 Ulangan 2 0,15 83 11,39 9,45 0,79 7,47 49,79 4,98 Minggu ke-2 Ulangan 1 0,15 79 12,54 9,91 0,79 7,83 52,17 5,22 4,91 Ulangan 2 0,15 86 10,15 8,73 0,79 6,90 45,97 4,60 Netralisasi Ulangan 1 0,15 70 8,39 5,87 0,79 4,64 30,93 3,09 3,06 Ulangan 2 0,15 67 8,6 5,76 0,79 4,55 30,35 3,03 ABSTRACT SAUD RICHY JUARA. Detoxification of Cassava ’s Acid Hydrolyzate by Activated Carbon Method for Bioethanol Production. Under direction of DWI SETYANINGSIH and INDAH YULIASIH. Cassava is one of natural resources for carbohydrate that also available for bioethanol production. Starch and fibers hydrolysis maybe conducted on acid condition. The restriction in acid hydrolysis is 5-hydroxymethyl furfural HMF and furfural formation, which inhibit yeast fermentation. This study applied two stages of detoxification, which are overliming and activated carbon adsorption methods for lowering HMF and furfural concentrations. In order to obtain tolerable amount in sugar solution, detoxification by activated carbon adsorption was done by concentration of 1, 2.5, 5 and 10 and duration of contact are 30 45 and 60 minutes. The results showed that overliming method decreased HMF and furfural concentrations 34.38 and 60.81, respectively. Overliming followed by 5 activated carbon adsorption for 30 minutes produced the best sugar solution which has a lower HMF and furfural concentrations by 72.03 and 89.11, respectively. Adsorption constants of HMF and furfural by 5 activated carbon were 0.044 gmin and 3,7 x 10 -5 gmin, respectively. The concentration of ethanol produced was 5.00 bv or 63.22 higher than obtained from detoxification by neutralization NH 4 OH which produced ethanol only 3.06. Keywords: detoxification, overliming, activated carbon, HMF, ethanol I PENDAHULUAN 1.1 Latar Belakang Energi merupakan salah satu sumber kehidupan makhluk hidup. Jumlah energi yang dibutuhkan akan meningkat seiring dengan meningkatnya jumlah penduduk. Konsumsi energi telah meningkat dengan cepat karena populasi penduduk dunia telah berkembang, begitu juga konsumsi energi untuk kebutuhan di bidang industri. Minyak mentah telah menjadi sumber utama untuk memenuhi kebutuhan energi namun sumber energi ini berasal dari bahan baku fosil yang tidak terbaharukan. Oleh sebab itu, diperlukan suatu alternatif untuk memecahkan permasalahan kebutuhan energi tersebut. Salah satu alternatifnya adalah bioetanol. Bioetanol merupakan senyawa alkohol yang diperoleh melalui proses fermentasi biomassa dengan bantuan mikroorganisme. Bahan baku pembuatan bioetanol adalah semua bahan yang mengandung gula seperti nira, bahan yang mengandung pati seperti jagung, ubi kayu, ubi jalar dan lain-lain serta bahan berselulosa seperti kayu, baggase, tongkol jagung dan lain-lain. Bioetanol diperoleh melalui proses fermentasi menggunakan galur khamir Saccharomyces cerevisiae yang mampu mengkonversi gula-gula pereduksi seperti glukosa menjadi etanol. Pada penelitian ini bahan baku yang digunakan untuk menghasilkan bioetanol adalah ubi kayu. Ubi kayu atau singkong merupakan salah satu tanaman umbi yang mengandung pati, selulosa, hemiselulosa dan bahan lainnya. Selama ini penggunaan ubi kayu untuk pembuatan bioetanol sering hanya menggunakan patinya. Padahal di dalam ubi kayu terkandung bahan selulosa dan hemiselulosa yang dapat dimanfaatkan untuk menghasilkan bioetanol. Hidrolisis ubi kayu untuk pembuatan bioetanol dapat dilakukan dengan metode hidrolisis asam ataupun enzimatis. Hidrolisis enzimatis dilakukan dengan menggunakan enzim α-amilase dan amiloglukosidase, sedangkan hidrolisis asam menggunakan asam sulfat H 2 SO 4 dan asam klorida HCl. Pada penelitian ini metode yang digunakan adalah hidrolisis asam menggunakan H 2 SO 4 . Diharapkan dengan proses tersebut bahan baku seperti pati, selulosa dan hemiselulosa dapat terhidrolisis sempurna. Keuntungan metode hidrolisis secara asam adalah waktu proses lebih singkat, teknologi sederhana, pengaturan kondisi proses yang lebih mudah dan biaya yang lebih murah karena tidak melibatkan enzim Chaplin dan Bucke 1990. Proses hidrolisis asam juga memiliki kelemahan yaitu timbulnya senyawa inhibitor seperti hidroksimetil furfural HMF dan furfural yang menghambat pertumbuhan mikroorganisme dalam proses fermentasi untuk menghasilkan etanol. Suhu, waktu dan konsentrasi asam yang digunakan selama proses hidrolisis sangat mempengaruhi proses terbentuknya komponen HMF dan furfural Palmqvist dan Hagerdal 2000. Detoksifikasi merupakan suatu metode untuk mengurangi senyawa yang bersifat toksik HMF dan furfural di dalam hidrolisat dan meningkatkan kemampuan fermentasi dengan mengkonversi derivatif furan menjadi senyawa lain Purwadi 2006. Banyak metode yang dapat dilakukan pada proses detoksifikasi hidrolisat hasil hidrolisis asam, seperti ion exchange Van Zyl et al. 1998, overliming Purwadi 2006, netralisasi Roberto et al. 1991, penggunaan enzim laccase Jonsson et al. 1998 dan arang aktif Converti et al. 1999. Cara yang digunakan pada penelitian ini menggunakan kombinasi metode overliming dan adsorpsi arang aktif. Proses detoksifikasi overliming merupakan proses penetralan hidrolisat asam sebelum dilakukan proses detoksifikasi lanjutan, proses ini cukup efektif mengurangi konsentrasi asam di dalam hidrolisat setelah proses hidrolisis, selain itu sebagian senyawa inhibitor diubah menjadi bentuk senyawa baru yang tidak bersifat toksik Purwadi 2006. Namun proses detoksifikasi overliming kurang efektif menurunkan kosentrasi inhibitor di dalam hidrolisat oleh karena itu diperlukan metode detoksifikasi lanjutan. Pada penelitian ini proses detoksifikasi lanjutan yang digunakan adalah arang aktif. Pada proses detokssifikasi arang aktif terjadi proses pengikatan oleh permukaan arang aktif terhadap atom-tom, ion-ion atau molekul-molekul gas atau cairan lainnya di dalam larutan Microsoft 2000, yang melibatkan ikatan intramolekuler diantara keduanya Osmonics 2000. Melalui proses pengikatan tersebut, maka proses adsorpsi dapat menghilangkan senyawa inhibitor di dalam hidrolisat Kadirvelu et al. 2003. Proses detoksifikasi arang aktif juga merupakan proses yang lebih ekonomis dibandingkan dengan proses detoksifikasi lainnya. Menurut Chandel et al. 2006, arang aktif dapat digunakan untuk mengurangi kandungan inhibitor pada hidrolisat. Diharapkan dengan semakin sedikit inhibitor HMF dan furfural di dalam hidrolisat pada proses fermentasi, maka semakin banyak etanol yang dihasilkan Pada penelitian ini, penulis juga merasa perlu untuk melakukan penelitian mengenai pengaruh penyimpanan terhadap hidrolisat asam. Hal ini dikarenakan, bahan baku ubi kayu untuk pembuatan bioetanol tidak dapat disimpan dalam jangka waktu lama sehingga ubi kayu yang dihasilkan diproses menjadi hidrolisat asam supaya dapat disimpan dalam waktu yang lama. Namun pengaruh penyimpanan hidrolisat asam belum banyak dikaji sehingga penulis merasa perlu untuk melakukan penelitian tersebut untuk mengetahui pengaruh penyimpanan terhadap konsentrasi gula di dalam hidrolisat asam. 1.2 Tujuan Penelitian Tujuan penelitian ini adalah 1. Mendapatkan metode detoksifikasi terbaik menggunakan kombinasi metode overliming dan adsorpsi arang aktif, dengan berbagai konsentrasi dan lama waktu kontak arang aktif sehingga didapatkan konsentrasi inhibitor HMF dan furfural terendah pada hidrolisat. 2. Mengetahui pengaruh penyimpanan terhadap karakteristik hidrolisat. II TINJAUAN PUSTAKA

2.1 Ubi Kayu Singkong

Ubi kayu atau singkong berasal dari Brazilia. Dalam sistematika tumbuhan, ubi kayu termasuk ke dalam kelas Dicotyledoneae. Ubi kayu berada dalam famili Euphorbiaceae yang mempunyai sekitar 7.200 spesies, beberapa diantaranya adalah tanaman yang mempunyai nilai komersial, seperti karet Hevea brasiliensis , jarak Ricinus comunis dan Jatropha curcas, umbi-umbian Manihot spp, dan tanaman hias Euphorbia spp Ekanayake et al. 1997. Klasifikasi tanaman ubi kayu adalah sebagai berikut: Kelas : Dicotyledoneae Sub Kelas : Arhichlamydeae Ordo : Euphorbiales Famili : Euphorbiaceae Sub Famili : Manihotae Genus : Manihot Spesies : Manihot esculenta Crantz Ubi kayu merupakan salah satu jenis umbi-umbian yang menjadi sumber bahan baku utama pembuatan bioetanol karena mempunyai kemampuan untuk tumbuh di tanah yang tidak subur, tahan terhadap serangan hama penyakit dan dapat diatur masa panennya. Beberapa alasan digunakannya ubi kayu sebagai bahan baku bioenergi, khususnya bioetanol, diantaranya adalah sudah lama dikenal oleh petani di Indonesia, tersebar di 55 kabupaten dan 33 provinsi, merupakan sumber karbohidrat karena kandungan patinya yang cukup tinggi, harga di saat panen raya seringkali sangat rendah sehingga dengan mengolahnya menjadi etanol diharapkan harga menjadi lebih stabil, dan menguatkan security of supply bahan bakar berbasis kemasyarakatan Prihandana et al. 2007. Potensi pengembangan ubi kayu di Indonesia sangat besar karena produksinya dari tahun ke tahun semakin meningkat seperti disajikan pada Tabel 1. Tabel 1. Luas panen dan produksi ubikayu di Indonesia Tahun Luas Panen ha Produksi ton 2000 1.284.040 16.089.020 2001 1.317.912 17.054.648 2002 1.276.533 16.912.901 2003 1.244.543 18.523.810 2004 1.255.805 19.424.707 2005 1.213.460 19.321.183 2006 1.227.459 19.986.640 2007 1.201.481 19.988.058 2008 1.193.319 21.593.053 2009 1.194.181 21.786.691 Sumber: Departemen Petanian 2009 Pemanfaatan ubi kayu dikelompokkan menjadi dua kelompok, yaitu sebagai bahan baku tapioka tepung tapioka atau gaplek dan sebagai pangan langsung. Ubi kayu sebagai pangan langsung harus memenuhi syarat utama, yaitu tidak mengandung racun HCN 50 mg per kg umbi basah. Sementara itu, umbi ubi kayu untuk bahan baku industri tidak disyaratkan adanya kandungan protein maupun ambang batas HCN, tapi yang diutamakan adalah kandungan karbohidrat yang tinggi Muchtadi dan Sugiyono 1992. Ubi kayu sebagai bahan baku energi alternatif hanya memiliki kadar karbohidrat sekitar 32-37 dan kadar pati sekitar 83,8 setelah diproses menjadi tepung. Jenis polisakarida yang menyusun umbi ubi kayu antara lain pati, selulosa dan hemiselulosa Winarno 1992. Komposisi kimia ubi kayu disajikan pada Tabel 2. Tabel 2. Komposisi kimia ubi kayu Komponen Komposisi Ubi Kayu Segar a Tepung Ubi Kayu b Air 57,00 8,65 Abu 2,46 2,55 Lemak - 6,54 Protein - 1,81 Karbohidrat by differnce 85,86 80,45  Pati 74,81 62,54  Serat kasar 11,05 2,69  Selulosa 0,36  Hemiselulosa 1,88  Lignin 0,02 Sumber : a Susmiati 2010, b Arnata 2009 Karbohidrat yang terkandung dalam ubi kayu terdiri dari serat kasar dan pati. Serat kasar terdiri dari selulosa, hemiselulosa dan lignin yang berfungsi sebagai penguat tekstur. Komponen karbohidrat merupakan bahan baku utama yang dapat digunakan sebagai bahan baku pembuatan etanol adalah pati yang berfungsi sebagai sumber energi Winarno 1992. Pati terdiri dari dua fraksi yaitu fraksi amilosa dan amilopektin. Fraksi a milosa mempunyai struktur lurus dengan ikatan α-1,4-D-glukosa, sedangkan amilopektin mempunyai cabang dengan ikatan α-1,6-D-glukosa sebanyak 4 – 5 berat total. Molekul-molekul glukosa di dalam amilosa saling berikatan melalui gugus glukopiranosa β-1,4. Pada amilopektin sebagian dari molekul-molekul glukosa di dalam rantai percabangannya sal ing berikatan melalui gugus α-1,6. Ikata n α-1,6 sangat sukar diputuskan, apalagi jika dihidrolisis menggunakan katalisator asam. Selulosa merupakan serat-serat panjang yang secara bersama-sama dengan hemiselulosa dan lignin mebentuk struktur jaringan yang memperkuat dinding sel tanaman. Selulosa tidak dapat dicerna oleh manusia dan tidak larut dalam air. Selulosa pada tumbuhan terdapat di dalam dinding sel pelindung tanaman, terutama pada tangkai, batang, dahan, dan semua bagian berkayu dari jaringan tumbuhan. Gambar 1. Struktur kimia selulosa Anonim 2010 a Selulosa terdiri dari 10.000 atau lebih unit D-glukosa yang dihubungkan oleh ikatan 1,4 glikosida, sama seperti amilosa. Perbedaannya adalah pada selulosa, ikatan 1,4 berada dalam posisi β, sedangkan pada amilosa, ikatan 1,4 berbentu k α. Ikatan α 1,4 pada amilosa mudah dihidrolisis oleh enzim α-amilase, tetapi tidak demikian untuk β1,4 Tjokroadikoesoemo 1986. Hemiselulosa termasuk dalam kelompok polisakarida heterogen yang di bentuk melalui biosintetis yang berbeda dari selulosa. Berbeda dengan selulosa yang merupakan homopolisakarida. Hemiselulosa relatif mudah dihidrolisis dengan asam menjadi komponen-komponen monomernya yang terdiri dari D- glukosa, D-manosa, D-galaktosa, D-xilosa, dan sejumlah kecil L-ramnosa disamping menjadi asam D-glukuronat, asam 4-0-metil-glukuronat dan asam D- galakturonat Sastrohamidjojo dan Prawirohatmodjo 1995 Hemiselulosa merupakan polisakarida dengan bobot molekul lebih kecil dibandingkan selulosa. Molekul hemiselulosa lebih mudah menyerap air, bersifat plastis dan mempunyai permukaan kontak antar molekul lebih luas dibandingkan dengan selulosa Judoamidjojo et al. 1989. Ikatan di dalam rantai hemiselulosa banyak bercabang karena gugus β-glukosida di dalam molekul yang satu berikatan dengan gugus hidroksil C2, C3 dan C4 dari molekul yang lain. Berbeda dengan selulosa, hemiselulosa berbentuk amorf Tjokroadikoesoemo 1986. Gambar 2. Struktur kimia hemiselulosa Anonim 2010 b Berbeda dengan selulosa, hemiselulosa mempunyai derajat polimerisasi lebih rendah dan mudah larut dalam alkali tetapi sukar larut dalam asam, sedangkan selulosa sebaliknya. Hidrolisis hemiselulosa menghasilkan empat jenis monosakarida yaitu xilosa, manosa, galaktosa dan glukosa dalam jumlah sedikit Gonzalez et al.1986. Hidrolisis lebih lanjut akan menghasilkan hidroksimetil furfural HMF, furfural dan produk dekomposisi lainnya Gong et al. 1981.

2.2 Hidrolisis Asam

Hidrolisis asam dapat digunakan untuk memecah komponen polisakarida menjadi monomer-monomer. Proses hidrolisis yang sempurna akan memecah selulosa dan pati menjadi glukosa, sedangkan hemiselulosa akan terpecah menjadi pentosa dan heksosa. Asam sulfat H 2 SO 4 dan asam klorida HCl merupakan asam yang dapat digunakan sebagai katalis dalam proses hidrolisis. Hidrolisis asam dikelompokkan menjadi dua yaitu hidrolisis dengan konsentrasi tinggi dan konsentrasi rendah Tahezadeh dan Karimi 2007. Keuntungan hidrolisis menggunakan konsentrasi tinggi adalah proses hidrolisis dapat dilakukan pada suhu yang rendah. Namun penggunaan asam konsentrasi tinggi mempunyai kelemahan antara lain jumlah asam yang digunakan sangat banyak, potensi korosi pada peralatan produksi, penggunaan energi yang tinggi untuk proses daur ulang asam dan terbentuk produk samping yang tidak diharapkan seperti furfural dan hidroksimetil furfural HMF. Hidrolisis menggunakan asam dengan konsentrasi rendah mempunyai keuntungan yaitu jumlah asam yang digunakan sedikit. Namun kerugian dalam penggunaan asam dengan konsentrasi rendah antara lain membutuhkan suhu tinggi dalam proses operasinya, potensi korosi pada peralatan produksi terutama alat yang terbuat dari besi dan pembentukan produk samping yang tidak diharapkan seperti furfural dan hidroksimetil furfural HMF Tahezadeh dan Karimi 2007. Hidrolisis asam dengan konsentrasi rendah dapat dilakukan dalam dua tahap yaitu tahap pertama menggunakan asam dengan konsentrasi rendah untuk menghidrolisis gula dari golongan pentosa yang umumnya terdapat dalam fraksi hemiselulosa. Tahap ini biasanya menggunakan H 2 SO 4 1 M pada suhu 80-120 o C selama 30-240 menit. Tahap kedua menggunakan asam dengan konsentrasi lebih tinggi untuk menghidrolisis gula yang berasal dari golongan heksosa seperti selulosa, biasanya dilakukan dengan konsentrasi asam 5-20 M H 2 SO 4 dengan suhu 180 o C. Proses hidrolisis bertahap ini dapat memaksimalkan hasil glukosa yang dihasilkan dan meminimumkan hasil samping yang tidak diinginkan Purwadi 2006. Penentuan konsentrasi asam tergantung pada ukuran, bentuk dan kadar air pada partikel lignoselulosa. Asam sulfat biasanya digunakan pada bahan terlarut dengan konsentrasi tidak melebihi 10 berat H 2 SO 4 umum digunakan tidak lebih dari 5. Penggunaan katalis asam dengan konsentrasi rendah selalu terjadi penambahan air yang banyak pada bahan lignoselulosa dan hal itu membutuhkan energi panas yang lebih banyak selama proses pemanasan Taherzadeh dan Karimi 2007. Proses hidrolisis menggunakan konsentrasi asam rendah, selain dapat menguraikan glukosa juga menghasilkan hasil samping yang dapat menghambat proses fermentasi. Hasil samping yang dapat menghambat proses fermentasi adalah hidroksimetil furfural HMF dan furfural Taherzadeh dan Karimi 2007. Hidrolisis asam pada bahan lignoselulosa, hemiselulosa merupakan komponen yang paling mudah terhidrolisis oleh asam yang akan terdegradasi menjadi xilosa, manosa, asam asetat, galaktosa dan sejumlah kecil ramnosa, asam glukuronat, asam metal glukuronat dan asam galakturonat Sjostrom 1993. Selulosa akan terdegradasi menjadi glukosa. Pada suhu dan tekanan yang tinggi glukosa, galaktosa dan manosa terdegradsi menjadi hidroksimetil furfural HMF dan xilosa menjadi furfural. Komponen fenol terbentuk dari lignin yang terpecah sebagian dan juga selama proses degradasi karbohidrat. Lignin merupakan komponen komplek yang tersusun oleh phenylpropane yang terikat di dalam struktur tiga dimensi. Ikatan kimia terjadi di antara lignin dan hemiselulosa bahkan terkadang juga dengan selulosa. Lignin sangat tahan terhadap reaksi kimia dan enzimatik Palmqvist dan Hagerdal 2000.

2.3 Proses Detoksifikasi

Metode detoksifikasi dilakukan untuk meningkatkan kemampuan fermentasi dengan mengkonversi derivatif furan menjadi senyawa lain dan mengurangi senyawa-senyawa yang bersifat toksik Purwadi 2006. Identifikasi senyawa toksik dalam hidrolisat dan menentukan metode detoksifikasi adalah sangat penting untuk meningkatkan efisiensi dari proses fermentasi. Berbagai metode detoksifikasi seperti biologis, kimia dan fisik telah digunakan untuk mengurangi konsentrasi toksik di dalam hidrolisat. Namun, efisiensi dari setiap metode detoksifikasi tergantung pada komposisi hidrolisat menurut bahan baku yang digunakan dan pada kondisi hidrolisisnya. Nigam 2001, menemukan bahwa konsentrasi furfural dari 0,25 gl dalam media fermentasi tidak cukup untuk mengurangi konsentrasi etanol yang dihasilkan, tetapi konsentrasi melebihi 1,5 gl akan mengurangi produktifitas etanol yang dihasilkan dalam proses fementasi. Asam asetat menghambat ragi pada tingkat sekitar 2,0-5,0 gl Van Zyl et al. 1998. Alves et al. 1998, menyatakan bahwa hidroksimetil furfural HMF, pada konsentrasi 1 gl, sudah cukup untuk menghambat pertumbuhan S. cerevisiae pada proses fermentasi. Menurut Taherzadeh et al. 2000, terdapat empat pendekatan yang berbeda untuk meminimalkan kehadiran inhibitor di dalam hidrolisat : 1 menghindari