Aksis Embrio Buah Masak
pengaruh interaksi hormon endogen dan eksogen di dalam media yang dapat mempengaruhi ekspresi gen.
Menurut Chugh dan Khurana 2002, banyak gen yang sudah teridentifikasi yang mempenaruhi embriogenesis somatik pada tanaman,
diantaranya gen yang berperan dalam signal transduksi SERKs,swCDKs, CRKs, MsCPK3, homeobox gen yang berperan dalam perkembangan embrio
CHB1- CHB6, Sbh1, DcDB1, gen yang berperan dalam pendewasaan Mat1, Dc2.15,
Dc3, Dc8, DcEMB1, Em, DcECP31,DcECP40, MsLEC1, MsLEC2, gen yang berperan dalam merespon hormon DcArg-1, pJW1, pJW2, DcECP63, DcECP40,
DcECP31, dan gen yang berperan dalam ekspresi protein ekstraseluler EP3- 1,EP3-2, PgChi-1, PgGlu-1, EP2, DcAGP1.
Proliferasi dan pendewasaan kalus embriogenik dan embrio somatik J. curcas dapat dilakukan dengan menggunakan media padat maupun cair. Pada
media MS padat dengan penambahan vitamin Gamborg B5 dan phytagel 2.5 gL
-1
, kalus embriogenik berkembang membentuk proembrio, globular, jantung,
torpedo, kotiedon dan kecambah selama 4 minggu. Perkembangan kalus embriogenik membentuk proembrio tidak membutuhkan auksin eksogen. Auksin
endogen pada kalus embriogenik tersebut dapat mendorong proliferasi dan pendewasaan embrio somatik, sehingga proembrio yang dihasikan cukup banyak.
Umumnya pemberian auksin yang rendah secara eksogen akan mendorong proliferasi massa proembriogenik, sedangkan pemberian auksin yang tinggi
menghambat perkembangan embrio Lyngved 2008. Proliferasi dan pendewasaan kalus embriogenik dan embrio somatik dapat
terjadi pada media MS cair tanpa zat pengatur tumbuh, maupun dengan penambahan 2.5 mgL
-1
picloram. Proliferasi pada media tanpa zat pengatur tumbuh lebih tinggi dibandingkan pada media yang mengandung zat pengatur
tumbuh. Pada tahap proliferasi dibutuhkan auksin yang rendah atau tanpa auksin. Hal ini terjadi karena auksin endogen yang dihasilkan dari eksplan dapat
menginduksi sel-sel somatik dan kalus embriogenik yang berpotensi membentuk embrio somatik, sedangkan pada media yang mengandung zat pengatur tumbuh,
kalus embriogenik yang berproliferasi lebih sedikit dan mendorong perkembangan embrio somatik ke tahap perkembangan embrio selanjutnya. Sel-sel kalus dapat
berkembang membentuk embrio somatik, tetapi tidak semua sel-sel kalus tersebut mampu berkembang menjadi embrio somatik. Hal ini disebabkan karena adanya
kompetisi di antara sel-sel embriogenik untuk mengadakan perkembangan lebih lanjut Utami et al. 2007. Auksin meningkatkan kuantitas sel-sel embriogenik
dengan cara memacu pembelahan sel untuk membentuk massa proembriogenik, serta mencegah inisiasi pertumbuhan yang teratur pada sel-sel tersebut.
Pada media dengan penambahan picloram maupun tanpa zat pengatur tumbuh, kalus embriogenik dan embrio somatik mengalami pendewasaan
membentuk tahapan perkembangan embrio dari globular, jantung, torpedo dan kotiledon. Penggunakan zat pengatur tumbuh yang tepat dan konsentrasi yang
sesuai dengan fisiologi eksplan dan jenis tanaman mempengaruhi keberhasilan proliferasi kalus embriogenik dan embrio somatik. Untuk melihat struktur embrio
somatik dari berbagai tahapan, maka dilakukan pengamatan secara anatomi dengan membuat irisan membujur pada berbagai tahap perkembangan embrio
somatik. Keberhasilan pembentukan embrio somatik J. curcas aksesi Dompu dapat
dimanfaatkan sebagai protokol dalam perbanyakan massal, karena propagula yang dihasilkan tidak terbatas dan dapat diperoleh dalam waktu yang lebih singkat.
Dengan demikian bibit yang dihasilkan per satuan wadah per satuan waktu jauh lebih banyak dibandingkan cara in vitro lainnya, dengan demikian untuk
perbanyakan massal, embriogenesis somatik dapat mempercepat pengembangan varietas unggul. Walaupun demikian aplikasinya masih terbatas dibandingkan
cara lainnya karena metodenya lebih sulit, masalah dormansi yang sulit dipecahkan, daya morfogenesis yang cepat menurun karena frekuensi subkultur
yang tinggi, kultur lebih rapuh sehingga memerlukan penanganan yang khusus dan peluang mutasi lebih tinggi. Walaupun demikian dengan menggunakan
metoda dan formulasi yang tepat banyak tanaman kehutanan yang telah berhasil diperbanyak melalui cara tersebut
J. curcas aksesi Dompu merupakan tanaman yang lebih tahan kekeringan dan memiliki kandungan minyak sebesar 30-37 dengan bobot biji 2.0-2.23 gr.
Dengan potensi tersebut, untuk mendukung program pemuliaan tanaman melalui rekayasa genetika, penggunaan embrio somatik dapat mempercepat keberhasilan
dengan peluang transformasi yang lebih tinggi, sehingga dapat menghasilkan varietas baru J.curcas yang lebih tinggi produktivitasnya, seragam dan tahan
penyakit. Manfaat lain dari embrio somatik J. curcas yaitu dalam penyimpanan jangka pendek maupun jangka panjang, embrio somatik dapat digunakan sebagai
benih sintetis, karena embrio somatik merupakan bahan yang ideal untuk disimpan dan diregenerasikan membentuk bibit somatik.
SIMPULAN DAN SARAN
Simpulan
Eksplan daun, hipokotil, aksis embrio tua dan kotiledon J. curcas komposit IP3-P pada media MS yang ditambahkan ZPT picloram 0.0; 0.5; 1.0;
1,5; 2.0 dan 2.5 mgL
-1
tidak dapat membentuk kalus embriogenik dan embrio somatik. Eksplan embrio muda dan aksis embrio muda J. curcas aksesi Dompu
pada media MS yang ditambahkan ZPT picloram 0.0; 0.5; 1.0; 1,5; 2.0; 2.5 mgL
-1
atau 2.4-D 0.0; 0.5; 1.0; 1,5; 2.0; 2.5 mgL
-1
tidak dapat membentuk kalus embriogenik dan embrio somatik.
Kalus embriogenik dan embrio somatik dapat terbentuk dari eksplan aksis embrio buah masak hijau aksesi Dompu pada media MS padat dengan
penambahan ZPT picloram dengan konsentrasi 2.5; 3.0; 4.0 dan 5.0 mgL
-1
. Embriogenesis somatik terbentuk secara langsung pada media MS yang
mengandung picloram 3.0 dan 5.0 mgL
-1
dan tidak langsung pada media MS yang mengandung picloram 2.5; 4.0 dan 5.0 mgL
-1
. Proliferasi dan pendewasaan dapat dilakukan di media MS padat, cair tanpa zat pengatur tumbuh dan MS cair
dengan penambahan konsentrasi 2.5 mgL
-1
picloram, sukrosa 3 dan vitamin Gamborg B
5
.
Saran
- Identitas sampel harus jelas terutama untuk benih komposit, karena berasal dari
populasi yang tidak seragam heterogen. -
Penelitian optimasi media padat dan cair untuk proliferasi kalus embriogenik perlu dilanjutkan untuk mendapatkan kalus embriogenik yang seragam dengan
penambahan konsentrasi picloram lebih rendah dari 2.5 mgL
-1
.
DAFTAR PUSTAKA
Ammirato PV. 1984. Induction, Maintenance, and Manipulation of Development in Embryogenic Cell Suspension Culture. In: Vasil IK ed Cell Culture and
Somatic Cell Genetics of Plants. Volume 1: Laboratory Applications. Academic Press Inc. Orlando, Florida.
Bakti C, Wattimena GA, Witjaksono. 2009. Embriogenesis somatik jahe Zingiber officinale Rosc. pada berbagai zat pengatur tumbuh.
http:pustaka.unpad.ac.idwp-contentuploads200903 Bhansali. 1990. Somatic embryogenesis and regeneration of plantlet in
pomegranate. Ann Bot 66: 249-254 Bhojwani SS, Razdan MK. 1996. Plant Tissue Culture: Theory and Practice.
Elsevier, Amsterdam. 125-166 Canhoto JM, Mesquita JF, Cruz GS. 1996. Ultrastructural change in cotyledon of
Pineaple Guava Myrtaceae during somatic embryogenesis. Annals of Botany 78: 513-521
Chen JT, Chang WC. 2001. Effect of auxin and cytokinins on direct somatic embryogenesis on leaf explant of Oncidium
’’Gower Ramsey’’Plant Growth Regulation. 34: 229-232
Chugh A and Khurana P. 2002. Gene expression during somatic embryogenesis recent advances. Current Science. 86: 715-728
Datta MM, Mukherjee P, Ghosh B, Jha TB. 2007. In vitro clonal propagation of biodiesel plant Jatropha curcas L. Curr Sci 93:1438
–1442 Deore A, Johnson TS. 2008. High-frequency plant regeneration from leaf-disc
cultures of Jatropha curcas L.: an important biodiesel. Plant Biotechnol Rep 2:7
–11 Doyle A, Griffiths BJ. 1999. Cell Tissue Culture: Laboratory Procedures in
Biotechnology. J.Wiley Son Ltd. England Endress R. 1994. Plant Cell biotechnology. Springer-Verlag. Berlin Heidelberg.
353 hlm. Feher A, Pasternak TP, Dudits D. 2003. Transition of somatic plant cells to an
embryogenic state. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 74:201-228 Fitch MMM, Moore PH. 1990. Comparison of 2.4-D and picloram for selection of
long-term totipotent green callus cultures of sugarcane. Kluwer Academic Publisher. Netherlands. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 20: 157-163
Gaba VP. 2005. Plant Growth Regulator. In R.N. Trigiano and DJ. Gray eds. Plant Tissue Culture and Development. CRC Press. London. p. 87-100.
Gaj MD. 2001. Direct somatic embryogenesis as a rapid and efficient system for in vitro regeneration of Arabidopsis thaliana. Plant Cell and Organ Culture
64:39-46
George EF, Sherrington PD. 1984. Plant Propagation by Tissue Culture. Eastern Press. England.
George EF, Hall MA, De Klerk G. 2008. Plant Propagation by Tissue Culture 3
rd
Edition Volume 1. The Background. Springer, Netherland. Gray DJ. 2005. Propagation from nonmeristematic tissue: nonzygotic
embryogenesis, p. 187-200. In: Trigiano and Gray DJ Eds.. Plant Development and Biotecnology. CRC Press. United States of America.
Grootboom AW, et al. 2008. In vitro culture and plant regeneration of Sorghum genotypes using immature zygotic embryos as explant source. International
Journal of Botany 44:450-455 Gunawan LW. 1992. Teknik Kultur Jaringan Tumbuhan. Laboratorium Kultur
Jaringan Tumbuhan. PAU-IPB. Bogor Hambali E. 2006. Jarak Pagar Tanaman Penghasil Biodiesel. Penebar Swadaya.
Jakarta. Hartman HT, Kester DE. Davis-Jr FT. 1990. Plant Propagation Principles and
Practices. Prentice Hall, Inc : new Jersey. 727 Hasnam. 2006. Teka-teki produktivias jarak pagar. Pusat Penelitian dan
Pengembangan Pertanian. Badan Penelitian dan Pengembangan Pertanian. InfoTek Jarak Pagar. 1 8.
Hasnam. 2007. Improvement of Jatropha curcas L. in Indonesia; promise and performance. Proceeding International Workshop on the Development of
the Jatropha curcas L. Industry. Hainan Island, China. p.28-34. Hendaryono DPS, Wijayani A. 1994. Teknik Kultur Jaringan. Kanisius.
Yogyakarta. Heller J. 1996. Physic nut, Jatropha curcas L. Promoting the conservation and
used of underutilized and neglected crops. No 1. Internasional Plant Genetic Resource Institute, Rome
Herrera AA, Gonzalez AK, Moo RC, Figueroa FRQ. 2008. Expression of WUSCHEL in Coffea canephora causes ectopic morphogenesis and
increases somatic embryogenesis. Plant Cell Tiss Organ Cult, 94:171-180 Jha TB, Mukherjee P, Data MM. 2007. Somatic embryogenesis in Jatropha
curcas Linn. an important biofuel plant. Plant Biotechnol Rep 1:135 –140
Jimenez VM. 2001. Regulation of In Vitro Somatic Embryogenesis with Emphasis on the Role of Endogenous Hormones. R. Bras. Fisiol. Veg.132:
196-223 Jiménez VM. 2005. Involvement of plant hormones and plant growth regulators
on in vitro somatic embryogenesis. Plant Growth Regulators 47:91-110 Kalimuthu K, Paulsamy S, Senthilkumar R dan Sathy M. 2007. In vitro
Propagation of the Biodiesel Plant Jatropha curcas L. Plant Tissue Culture Biotechnology Journal 172: 137-147
Karami O, Kardestani GK. 2007. Proliferation, shoot organogenesis and somatic embryogenesis in embryogenic callus of Carnation. Journal of Fruit and
Ornamental Plant Research 15: 167-175 Khatri P, Gandhi D. 2011. Plant Tissue Culture of Jatropha curcas L.: A review.
Imperial journal of pharmacognocy natural products 1:6-13 Kiong ALP, Wan LS, Hussein S, Ibrahim R. 2008. Induction of somatic embryos
from differen Explants of Citrus sinensis.Plant Sciences 31:18-32 Kiyosuke S, Satoh S, Kamada H, Harada H. 1993. Somatic embryogenesis in
higher plants. J Plant Res Special Issue 3: 75-82 Kumari A, Cheema GS, Munshi SK. 2000. A hypocotyl-derived somatic
embryogenic system in Brassica juncea Czern Coss and its manipulation for enhanced storage lipid accumulation. Plant Cell Tissue and Organ
Culture. 63:109-120
Kusuma, L. A. 2009. Kultur Jaringan Jarak. http:leqi.files.wordpress.com. [2 Oktober 2010]
Kysely W, Myers JR, Lameri PA, Collins GB, Jacobsen HJ. 1987. Plant
regeneration via somatic embryogenesis in pea Pisum sativum L.. Plant Cell Rep 6: 305-308.
Kyseiy W, Jacobsen HJ.1990. Somatic embryogenesis from pea embryos and shoot apices. Plant Cell Tissue Organ Culture 20: 7-14.
Kyte L, Kleyn J. 1996. Plants from test tubes, An Introduction to Micropropagation.Timbers press. Portland
Lemhanas RI Lembaga Pertahanan Nasional. 2007. Sumber Energi Alternatif Menuju Ketahanan Energi Nasional.
http:www.lemhanas.go.id [6 Agustus
2010] Lin J, Fang Y, Lin T, Fang C. 2003. Antitumor effects of curcin from seeds of
Jatropha curcas L. Acta Pharmacol Sin. 24: 241-246 Lyngved R. 2008. Somatic embryogenesis in Cyclamen persicum [Thesis].
Norwegian University of Science and Technology. Faculty of Natural Sciences and Technology. Department of Biology.
Manuhara YSW. 2001. Regenerasi tanaman sawi Brassica juncea L.var Morakot melalui teknik kultur jaringan. Jurnal MIPA Universitas Airlangga
6 2:127-130. Marian TS, Miyake H, Esyanti RR, Nurwendah I. 2003. Effect of 2.4-D on
Indirect somatic embryogenesis and surface structural changes in garlic Allium sativum L. cv. Lumbu Hijau. Jurnal Matematika dan Sains, 8 4:
133-139
Mariska I, Hutami S, Kosmiatin M, dan Adil WH. 2001. Regenerasi massa sel embrionik kedelai setelah diseleksi pada kondisi Al berbeda dan pH rendah.
Berita Puslitbangtan 20:1-3 Mattjik AA, Sumertajaya IM. 2006. Perancangan percobaan dengan aplikasi SAS
dan Minitab. IPB press hlm 61-66
Maximova SN, Young A, Pishak S, Miller C, Traore A, Guiltinan MJ. 2005. Integrated system for propagation of Theobroma cacao L. Di dalam Jain
SM dan Gupta PK editor. Protocol for Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Netherlands: Springer.
Mukherjee P, Varshney A, Johnson TS, Jha TB. 2011. Jatropha curcas: a review on biotechnological status and challenges.Plant Biotechnol Rep 5:197-215
Namasivayam P. 2007. Acquisitio of embryogenic competence during somatic embryogenesis. Plant Cell Tissue and Organ Culture 90:1
–8 Nindita A. 2010. Studi perbanyakan masal jarak pagar unggul Jatropha curcas
L. secara in vitro melalui lintasan organogenesis dan embrioenesis [Tesis]. Bogor: Program Pascasarjana, Institut Pertanian Bogor.
Noggle, GR, GJ. Fritz. 1983. Introductory Plant Physiology: Second Edition. Prentince-Hall, Inc. New Jersey.
Oggema JN, Ouma JP, Kinyua MG. 2007. Responses of five locally Adapted sweet potato Ipomoea batatas L. cultivars to in vitro plant regeneration via
direct and indirect embryogenesis. Plant sciences 64:617-622 Oktavia F, Siswanto, Budiani A, Sudarsono. 2003. Embriogenesis somatik
langsung dan regenerasi planlet kopi arabika Coffea arabica dari berbagai eksplan. Menara Perkebunan, 712, 44-55
Openshaw K. 2000. A review of Jatropha curcas: an oil plant of unfulfilled promise. Biomass Bioeneg 19:1-15
Pacheco G et al. 2007. The role of BAP in somatic embryogenesis induction from seed explants of Arachis species from Sections Erectoides and
Procumbentes. Plant Cell Tissue and Organ Culture 88:121 –126
Pardal SJ. 2002. Perkembangan penelitian regenerasi dan transformasi tanaman kedelai. Buletin AgroBiogen 5: 37-44.
Pierik RLM. 1997. In Vitro Culture of Hinger Plants. Kluwer Acedemic Publisher. Netherlands.
Pinto G et al. 2008. Factors affecting maintenance, proliferation, and germination of secondary somatic embryos of Eucalyptus globulus Labill. Plant Cell
Tissue and Organ Culture 95:69 –78
Prabakaran AJ, Sujatha M.1999. Jatropha tanjorensis Ellis and Saroja, a natural interspecific hybryd occurring in Tamil Nadu, India. Genet Resour Crop
Evol 46:23-218 Prakash MG and Gurumurthi K. 2009. Effects of type of explant and age, plant
growth regulators and medium strength on somatic embryogenesis and plant regeneration in Eucalyptus camaldulensis. Plant Cell Tissue and Organ
Culture 100:13 –20
Prana MS. 2006. Budidaya Jarak Pagar Sumber Biodiesel. LIPI Press. Jakarta. Preil W, Beck A. 1991. Somatic embryogenesis in bioreactor culture. Acta
Horticulture. 289: 179-192
Presiden Republik Indonesia. 2006. Peraturan Presiden Republik Indonesia Nomor 5 Tahun 2006 Tentang Kebijakan Energi Nasional, Jakarta
Purkayastha J et al. 2010. Efficient in vitro plant regeneration from shoot apices and gene transfer by particle bombardment in Jatropha curcas. Biol Planta
541:13 –20
Purnamaningsih R. 2002. Regenerasi tanaman melalui embriogenesis somatik dan beberapa gen yang mengendalikannya. Buletin AgroBio 52:51-58
Qin WL et al. 2004. Plant regeneration from epicotyl explants of Jatropha curcas. J Plant Physiol Mol Biol 30:475
–478 Rajore S, Batra A. 2005. Efficient plant regeneration via shoot tip explant in
Jatropha curcas. J Plant Biochem Biotech 14:73 –75
Rose RJ et al. 2010. Developmental Biology of Somatic Embryogenesis. In Pua EC and Davey MR, eds. Plant Developmental Biology
– Biotechnological Perspectives: Volume 2. Verlag: Springer.
Santosa U, Nursandi F. 2002. Kultur Jaringan Tanaman. Malang: Penerbit UMM Press.
Sardana J, Batra A, Ali DJ. 2000. An expetious method for regeneration of somatic embryos in Jatropha curcas L. Phytomorphology. 50:239-242
Sass JE. 1951. Botanical microtechnique. Ames, Iowa State College Press. Satyavathi VV, Jauhar PP, Elias EM and Rao MB. 2004. Genomics, molecular
genetic and biotechnology efects of growth regulators on in vitro plant regeneration. Crop Sci. 44:1839-1846.
Shrivastava S, Banerjee M. 2008. In vitro clonal propagation of physic nut Jatropha curcas L: Influence of additives. Int J Integrative Biol 3:73
–79 Soomro R, Memon RA. 2007. Establishment of callus and suspension culture in
Jatropha curcas. Pak J Bot 39:2431 –2441
Sopory KS, Munshi M. 1998. Protein kinases and phosphatases and their role in cellular signaling in plants. In. Conger BV ed. Plant science Vol 17.CRC
Press LLc. New York Steeves TA and Sussex IM .1994. Pattern in Plant Development. Second Edition.
New York: Cambridge University Press. Sujatha M, Makkar HPS, Becker K. 2005. Shoot bud proliferation from axillary
nodes and leaf sections of non-toxic Jatropha curcas L. Plant Growth Reg 47:83
–90 Sukmadjaja D. 2005. Embriogenesis somatik langsung pada tanaman cendana.
Jurnal Bioteknologi Pertanian, 10 1: 1-6 Syakir M. 2010. Prospek dan Kendala Pengembangan Jarak Pagar Jatropha
curcas L. Sebagai Bahan Bakar Nabati di Indonesia. Perspektif, 9 2. 55 - 65
Thepsamran N, Thepsithar C, Thongpukdee A. 2007. In vitro multiple shoot induction of physic nut Jatropha curcas.
http:www.scisoc.or.thstt32sec fpaperstt32 F F0007.pdf
Umehara M, Ikeda M, Kamada H. 2007. Endogenous factors that regulate plant embryogenesis: Recent advances. Japanese Journal of Plant Science 1:1-6
Utami ESW, Sumardi I, Taryono, Semiarti E. 2007. Pengaruh α-Naphtaleneacetic Acid NAA terhadap embriogenesis somatik Anggrek Bulan Phalaenopsis
amabilis L. Jurnal Biodiversitas 84:295-299 Varshney A, Johnson TS. 2010. Efficient plant regeneration from immature
embryo cultures of Jatropha curcas, a biodiesel plant. Plant Biotech Rep 4:139
–148 Vikrant and Rashid A. 2001. Comparative study of somatic embryogenesis from
immature and mature embryos and organogenesis from leaf-base of Triticale. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, Dordrecht, v. 64, n. 1, p 33-
38, 2001.
Walpole RE. 1995. Pengantar Statistika. Ed ke-3 Jakarta: PT. Gramedia Pustaka Utama. Hal 442-450
Wattimena GA. 2006. Kecenderungan Marginalisasi Peran Kultur Jaringan dalam Pemuliaan Tanaman. Prosiding Seminar Nasional Bioteknologi dan
Pemuliaan Tanaman. Hal 6-8 William EG, Maheswaran G. 1986. Somatic Embryogenesis: Factor Influencing
Coordinated Behavior of Cell as an Group. Ann. Bot. 57: 443-462. Zhang B, Liu F, Yao C. 2000. Plant Regeneration via Somatic Embryogenesis in
Cotton. Plant Cell Tissue and Organ Culture 60: 89-94. Zou J et al. 1995. Induction of lipid and oleosin biosynthessis by absisic acid and
its metabolites in microspore-derived embryos of Brassica napus. Plant physiology. 108: 563-571
Zulkarnain. 2009. Kultur Jaringan Tanaman. Solusi Perbanyakan Tanaman Budidaya. Bumi Aksara. Jakarta.
LAMPIRAN
Lampiran 1 Komposisi Media Murashige and Skoog dan Media Gamborg
Komposisi Media Murashige and Skoog dan Media Gamborg Bahan Kimia
MS mgL
-1
B5 mgL
-1
NH
4 2
SO
4
- 134
NH
4
NO 1650
- KNO
3
1900 2500
CaCl
2
. 2H
2
O 440
150 MgSO
4
. 7H
2
O 370
250 KH
2
PO
4
170 -
NaH
2
PO
4
. H
2
O -
150 FeSO
4
. 7H
2
O 27.8
27.8 Na
2
EDTA 37.3
37.3 MnSO
4
. 4H
2
O 22.3
- MnSO
4
. H
2
O -
10.0 ZnSO
2
. 7H
2
O 8.6
2.0 H
3
BO
3
6.2 3.0
KI 0.83
0.75 Na
2
MoO
4
. 2H
2
O 0.25
0.25 CuSO
4
. 5H
2
O 0.025
0.025 CoCl
2
. 6H
2
O 0.025
0.025 Myi-inositol
100 100
Niacin 0.5
1.0 Pyridoxine-HCl
0.5 1.0
Thiamine-HCl 0.1
10.0 Glycine
2.0 -
Sucrosa 30000
20000
Lampiran 2 Metode Parafin Sass, 1951 yang Dimodifikasi.
1. Fiksasi. Organ tanaman yang akan diamatidipotong dan dimasukkan ke dalam
larutan fixative misalnya FAA dan diletakkan dalam vaccum, selama minimal 24 jam.
2. Dehidrasi. Penghilanga air yang ada dalam jaringan tanaman, dilanjutkan
ethanol 70 sampai dengan larutan ethanol 95 sample masih di dalam vaccum. Masing-masing tahap dehidrasi dilakukan selama minimal 3 jam
tergantung pada jenis jaringan. a
Ethanol 70 b
Ethanol 95 c
Ethanol absolute d
Ethanol : Xylol = 3 : 1 e
Ethanol : Xylol = 1 : 1 f
Ethanol : Xylol = 1 : 3 g
Xylol I h
Xylol II 3.
Infiltrasi. Pada tahap ini, material yang telah direndam dalam xylol diberi serbuk parafin secara perlahan-lahan sampai jenuh. Selanjutnya material
dimasukkan dalam inkubator ±60 C untuk infiltrasi selanjutnya. Masing-
masing tahap di bawah ini minimal 3 jam. a
Buang larutan xylol : parafin ¼ bagian dan ganti dengan parafin ¼ bagian b
Buang larutan xylol : parafin ½ bagian dan ganti dengan parafin ½ bagian c
Buang larutan xylol : parafin ¾ bagian dan ganti dengan parafin ¾ bagian d
Buang larutan xylol : parafin 1 bagian dan ganti dengan parafin 1 bagian Catatan: parafin yang baik memiliki titik leleh 56-58°C
4. Embedding. Tahap ini dilakukan dengan meletakkan material ke dalam parafin
cair dan biarkan hingga membeku, dengan tujuan untuk memudahkan dalam memotong material. Peletakkan material sesuai dengan jenis irisan yang
diamati.
5. Pengirisan. Sebelum dilakukan pengirisan, terlebih dahulu object glass diolesi
dengan haupt adhesive atau glycerin. Selanjutnya preparat yang telah diiris diletakkan pada bject glass, ditetesi sedikit air dan diletakkan di atas hot plate.
6. Pewarnaan
a Xylol I 3 menit
b Xylol II 3 menit
c Ethanol : Xylol = 1 : 3 3 menit
d Ethanol : Xylol = 1 : 3 3 menit
e Ethanol : Xylol = 3 : 1 3 menit
f Ethanol absolute 3 menit
g Ethanol 95 3 menit
h Ethanol 70 3 menit
i Safranin 1 1-24 jam
j Ethanol 70 3 menit
k Ethanol 70 3 menit
l Ethanol 95 3 menit
m Ethanol absolute 3 menit
n Fast green 2
o Ethanol absolute
p Ethanol absolute
q Ethanol : Xylol = 3 : 1 3 menit
r Ethanol : Xylol = 1 : 1 3 menit
s Ethanol : Xylol = 1 : 3 3 menit
t Xylol I 3 menit
u Xylol II 3 menit
Selanjutnya preparat ditutup dengan entellan atau canada balsm.
v
ABSTRACT
ERWIN AL HAFIIZH . Study on induction and maturation of somatic embryos
of Jatropha Curcas L. initiated from different types of explants and plant growth regulators. Supervised by DARDA EFENDI and TRI MUJI ERMAYANTI.
Jatropha curcas L. is a potential plant for biodiesel. This plant produces seeds containing oil from 33 to 60. However, up to now, there are lack of high-
quality of clones and limited research in the plant breeding. Therefore, an alternative method is needed including the application of biotechnology.
Propagation of plants through somatic embryogenesis is not only helps to obtain a large number of plants throughout the year, but also it can be used as a good tool
for genetic improvement of crops through genetic engineering. This study was aimed to induce somatic embryogenesis using different type of explants and
several concentrations of plant growth regulators, as well as to study the development of the somatic embryos. Hypocotil and leaf used as explants were
obtained from 1week-old seedling germinated on MS medium. Young embryos and embryo axis from immature and mature fruits were also used as explants for
the induction of somatic embryos. After surface sterilization, explants were cultured on solid MS medium containing 3 of sucrose, 0; 0.5; 1; 1.5; 2; 2.5; 3; 4
or 5 mgL
-1
of Picloram or 0; 0.5; 1; 1.5; 2 or 2.5 mg L
-1
of 2,4-D. Cultures were incubated in the dark, at a temperature of 26±2°C, for 8 weeks. The results
showed that embryo axis explants from mature fruit produced somatic embryos in globular, heart, torpedo and cotyledonary stages 6 weeks after culture WAC in
the medium containing 2.5 mgl of Picloram, whereas in medium containing 3, 4, or and 5 mgl of Picloram, the somatic embryos were found after more than 7
WAC. Somatic embryos formed either directly or indirectly. Proliferation and maturation can be performed in solid or liquid MS medium without growth
regulators and in liquid MS with the addition of 2.5 mg L
-1
of Picloram with 3 of sucrose and B
5
vitamin. Keywords: somatic embryogenesis, Picloram, embryo axis, mature fruit, 2.4-D.
vii
RINGKASAN
ERWIN AL HAFIIZH . Studi Induksi dan Pendewasaan Embrio Somatik Jarak
Pagar Jatropha curcas L. dengan Berbagai Jenis Eksplan dan Zat Pengatur Tumbuh. Dibimbing oleh DARDA EFENDI dan TRI MUJI ERMAYANTI.
Jatropha curcas L. merupakan salah satu tanaman non pangan yang memiliki potensi untuk dikembangkan sebagai biodisel. Tanaman ini dapat
menghasilkan biji dengan kandungan minyak mencapai 33-60. Kendala yang dihadapi adalah kurangnya klon-klon bermutu tinggi dan pemuliaan tanaman yang
belum maksimal, sehingga mempengaruhi produktivitas. Oleh karena itu diperlukan metode alternatif dengan penerapan bioteknologi untuk peningkatan
produksi. Propagasi tanaman melalui embriogenesis somatik tidak hanya membantu untuk mendapatkan jumlah tanaman besar sepanjang tahun, tetapi juga
dapat digunakan sebagai metode yang baik untuk perbaikan genetik tanaman melalui rekayasa genetika. Pada penelitian ini dilakukan dua kegiatan yaitu 1
induksi embrio somatik dari berbagai jenis eksplan J. curcas komposit IP3-P dan genotipe Dompu dan 2 proliferasi dan pendewasaan kalus embriogenik.
Penelitian dilakukan pada bulan November 2010 – Januari 2012 di Laboratorium Kultur Jaringan, Institut Pertanian Bogor dan Pusat Penelitian Bioteknologi-LIPI.
Penelitian ini bertujuan untuk mendapatkan informasi yang tepat mengenai jenis eksplan dan konsentrasi zat pengatur tumbuh auksin yaitu Picloram dan 2.4-D
dalam media induksi yang didukung dengan kajian mengenai struktur dan perkembangan embrio somatik secara morfologi dan anatomi.
Induksi embrio somatik dapat diinisiasi dari berbagai jenis eksplan J. curcas komposit IP-3P dan aksesi Dompu. Eksplan hipokotil dan daun ditanam
dari kecambah berumur 1 minggu setelah tanam pada media MS, sedangkan eksplan kotiledon, embrio muda, aksis embrio muda dan aksis embrio tua, serta
aksis embrio buah masak langsung ditanam setelah disterilisasi pada media MS padat yang ditambahkan zat pengatur tumbuh picloram 0; 0.5; 1.0; 1.5; 2.0; 2.5;
3.0; 4.0 dan 5.0 mgL dan 2.4-D 0; 0.5; 1.0; 1.5; 2.0 dan 2.5 mgL, dengan sukrosa 30 dan vitamin Gamborg B
5
. Kultur diinkubasi di tempat gelap, pada suhu 26±2°C, selama 8 minggu.
Eksplan dari J. curcas komposit IP3-P hipokotil, daun, kotiledon dan aksis embrio tua dan eksplan dari J. curcas aksesi Dompu embrio muda dan aksis
embrio muda yang diinduksi pada media MS yang mengandung picloram atau 2.4-D tidak dapat membentuk kalus embriogenik maupun embrio somatik. Kalus
yang terbentuk merupakan kalus meremah dan kompak. Pertumbuhan kalus tertinggi ditunjukkan pada eksplan hipokotil yang dapat mencapai skor 5 pada
media yang mengandung picloram 1.0 dan 2.0 mgL
-1
, 7 minggu setelah tanam MST, sedangkan pertumbuhan kalus terendah ditunjukkan pada eksplan embrio
muda pada media yang mengandung 2.4-D 1 mgL
-1
dengan skor 3.0. Induksi somatik dari eksplan aksis embrio buah masak J. curcas aksesi
Dompu dapat membentuk kalus embriogenik dan embrio somatik. Embrio somatik terbentuk pada media yang mengandung 2.5 mgL
-1
Picloram dan terbentuk 6 MST dengan jumlah 2 fase globular dan 5 fase torpedo. Jumlah
eksplan yang membentuk embrio somatik hanya 10. Perkembangan tahap
viii
globular dan torpedo menjadi kotiledon terbentuk pada 8 MST. Pada media yang mengandung 0.5; 1.0; 1.5; 2.0 mgL
-1
picloram dan 0.5; 1.0; 1.5; 2.0; 2.5 mgL
-1
2.4-D tidak membentuk kalus embriogenik dan embrio somatik. Pada penelitian yang menggunakan eksplan aksis embrio buah masak
dengan konsentrasi picloram yang ditingkatkan menghasilkan kalus embriogenik dan embrio somatik di media yang mengandung 2.5 mgL
-1
picloram pada 6 MST, sedangkan pada media dengan 3.0; 4.0; dan 5.0 mg L
-1
. Picloram embrio somatik terbentuk 7 MST. Embrio somatik terbentuk secara langsung pada media dengan
3.0; 5.0 mgL
-1
picloram dan tidak langsung pada media 2.5; 4.0; dan 5.0 mg L
-1
picloram. Kalus embriogenik dan embrio somatik pada media MS padat dan cair
tanpa zat pengatur tumbuh, serta media MS cair dengan penambahan 2.5 mgL
-1
picloram mengalami proliferasi dan pendewasaan dengan peningkatan jumlah embrio somatik dan perkembangan embrio somatik dari fase globular ke fase
jantung, torpedo dan kotiledon. Pada media cair embrio somatik sampai membentuk tahap kotiledon, sedangkan pada media padat sampai berkecambah.
Kata kunci: Embriogenesis somatik, embrio somatik, aksis embrio buah masak, Picloram, 2.4-D
PENDAHULUAN